Libérer les potentiels de la photosynthèse des cyanobactéries pour convertir directement le dioxyde de carbone en glucose

Nature Communications volume 14, Numéro d'article : 3425 (2023) Citer cet article

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Le glucose est le monosaccharide le plus abondant, servant de source d'énergie essentielle pour les cellules dans tous les domaines de la vie et de matière première importante pour l'industrie de la bioraffinerie. La voie végétale-biomasse-sucre domine l'approvisionnement actuel en glucose, tandis que la conversion directe du dioxyde de carbone en glucose par la photosynthèse n'est pas bien étudiée. Ici, nous montrons que le potentiel de Synechococcus elongatus PCC 7942 pour la production de glucose photosynthétique peut être déverrouillé en empêchant l'activité de la glucokinase native. L'inactivation de deux gènes de glucokinase provoque une accumulation intracellulaire de glucose et favorise la formation d'une mutation spontanée dans le génome, qui conduit finalement à la sécrétion de glucose. Sans catalyse hétérologue ou gènes de transport, le déficit en glucokinase et la mutation génomique spontanée conduisent à une sécrétion de glucose de 1,5 g/L, qui est encore augmentée à 5 g/L par ingénierie métabolique et de culture. Ces découvertes soulignent les plasticités du métabolisme des cyanobactéries et démontrent leurs applications pour soutenir la production photosynthétique directe de glucose.

Le glucose est la molécule de monosaccharide la plus abondante dans la nature. La dégradation du glucose fournit de l'énergie et des matériaux carbonés dans les cellules dans tous les domaines de la vie, alimentant la machinerie cellulaire par diverses voies glycolytiques, notamment la voie Embden-Meyerhof-Parnas (EMP), la voie oxydative du pentose phosphate (OPP) et la voie Entner-Doudoroff (ED)1,2. En tant que monomères, le glucose et ses dérivés sont également impliqués dans la synthèse de diverses macromolécules et composants cellulaires3,4. De plus, le glucose sert également de matière première importante dans l'industrie de la bioraffinerie, soutenant la culture de plusieurs usines de cellules microbiennes pour la biofabrication verte de carburants, de produits chimiques et de produits pharmaceutiques5,6,7. Dans la nature, le glucose est principalement synthétisé par la photosynthèse des plantes et des algues et existe sous forme de monomères de polysaccharides dans la biomasse végétale/algue, par exemple la cellulose et l'amidon. La voie plante-biomasse-sucre domine l'approvisionnement massif actuel en glucose, dont la faisabilité économique est influencée par de multiples paramètres, tels que les cycles de culture des plantes, le rayon de collecte de la biomasse et les coûts de prétraitement8,9,10,11.

Dans le contexte de la crise climatique mondiale et de l'aggravation des pénuries alimentaires, le développement de filières de production de glucose plus efficaces, continues et industrielles serait précieux12,13. Ces dernières années, la conversion directe du dioxyde de carbone en glucose, en précurseurs de glucose et en polymères de glucose a été réalisée par des voies enzymatiques en cascade chimiques-biochimiques, électrochimiques-biologiques et in vitro14,15,16. En revanche, la production continue de glucose n'a pas été directement liée avec succès à la photosynthèse. Chez les photoautotrophes, par exemple les plantes supérieures et les algues, le glucose est synthétisé comme stockage de carbone et d'énergie et joue un rôle régulateur important. Le métabolisme du glucose possède des interactions complexes avec les photosystèmes, perturbe la synthèse et le métabolisme des pigments et pourrait même inhiber les activités photosynthétiques17,18,19 ; ainsi, le glucose libre est rarement synthétisé ou accumulé en excès dans le métabolisme cellulaire photosynthétique. Chez les cyanobactéries, un groupe de microalgues procaryotes oxygéniques, des progrès ont été réalisés pour faciliter la synthèse directe et la sécrétion de sucres naturels ou non naturels par des manipulations génétiques20,21,22. Cependant, la production photosynthétique de glucose n'a pas encore été bien étudiée. Les souches recombinantes ne peuvent produire que des quantités limitées de glucose accompagnées de la production d'autres sucres, ce qui suggère que des mécanismes plus détaillés du métabolisme du glucose chez les photoautotrophes restent à découvrir23,24.

Dans ce travail, nous visons à concevoir une conversion directe et stable du dioxyde de carbone en glucose par la photosynthèse des cyanobactéries. Dans un modèle de cyanobactérie Synechococcus elongatus PCC 7942 (ci-après PCC 7942 en abrégé), nous identifions l'activité de la glucokinase native comme le goulot d'étranglement limitant le potentiel métabolique pour la synthèse du glucose. L'inactivation ciblée de deux gènes de glucokinase perturbe le métabolisme des glucides et active un flux métabolique vers le glucose à travers le réseau du métabolisme du saccharose, qui est généralement considéré comme une réponse spécialisée au stress osmotique. La synthèse améliorée du glucose favorise l'enrichissement d'une mutation génomique spontanée spécifique sur le chromosome de PCC 7942, ce qui facilite une sécrétion efficace du glucose. En mettant en œuvre de multiples approches omiques combinées à des manipulations génétiques systématiques, nous clarifions les voies et les mutations conduisant à la synthèse et à la sécrétion du glucose et optimisons les performances de synthèse du glucose des souches recombinantes. Grâce à l'ingénierie métabolique et à l'optimisation de la culture ultérieures, le glucose sécrété par la souche modifiée dépasse 5 g/L lors d'une culture à long terme, représentant jusqu'à 70 % de la source de carbone fixe.

Il existe généralement trois étapes pour parvenir à une production microbienne efficace des métabolites cibles : construire des voies de synthèse des produits25,26, éliminer les réactions qui consomment ces produits27,28 et faciliter les mécanismes de sécrétion des produits20,23. Des études antérieures ont montré que le PCC 7942 peut capter le glucose extracellulaire pour la production de biomasse en utilisant des transporteurs de glucose hétérologues, démontrant leurs capacités naturelles de consommation intracellulaire de glucose29. Deux gènes de glucokinase (Synpcc7942_0221, glk1 ; Synpcc7942_2111, glk2) qui phosphorylent le glucose pour initier la voie EMP ou OPP ont été annotés sur le génome PCC 7942, ils ont donc été sélectionnés comme cibles knock-out pour bloquer la réassimilation intracellulaire du glucose.

Les manipulations ont été effectuées en parallèle à l'aide d'un PCC 7942 (WT) de type sauvage et d'une souche recombinante portant un transporteur de glucose GalP provenant d'E. coli (SZ14, figures supplémentaires 1 et 2). Auparavant, GalP s'est avéré efficace pour faciliter l'absorption du glucose dans le PCC 794229,30, et ici nous l'utilisons pour évaluer les impacts d'un déficit en glucokinase sur les capacités de consommation de glucose du PCC 7942. En raison des caractéristiques de polyploïdie des cyanobactéries, des passages avec sélection d'antibiotiques étaient nécessaires pour isoler les homozygotes souhaités. Des souches recombinantes portant un gène de glucokinase inactivé (glk1 ou glk2) ont été facilement obtenues, mais l'homozygote avec glk1 et glk2 simultanément inactivés dans WT était difficile à isoler. Parmi plusieurs tentatives indépendantes, un seul processus a abouti à une souche homozygote (SZ3) avec un génotype adapté (complètement bloqué glk1 et glk2) après six semaines de passages continus, tandis que tous les autres ont échoué (ce qui signifie que la copie de type sauvage de glk1 ou glk2 n'a pas pu être supprimée). Les résultats ont indiqué que la glucokinase pourrait avoir des fonctions physiologiques essentielles et que des mutations génomiques secondaires potentielles pourraient être nécessaires pour l'acclimatation cellulaire à la déficience. Dans la souche SZ14 portant le transporteur GalP, le mutant homozygote (SZ17) avec glk1 et glk2 simultanément bloqués a été plus facilement isolé, ce qui indique que l'activité GalP pourrait tamponner la perturbation causée par le déficit en glucokinase.

Des tests enzymatiques ont révélé que les deux gènes (glk1 et glk2) contribuaient à l'activité de la glucokinase dans PCC 7942, et leur élimination simultanée réduisait l'activité de la glucokinase d'environ 70 % dans SZ3 ; comme pour la souche SZ14 avec le transporteur GalP, l'activité de la glucokinase était encore plus significativement réduite en assommant les deux gènes (dans SZ17) à un niveau inférieur à celui de SZ3 (Fig. 1a). Les activités glucokinases résiduelles pourraient être attribuées à d'autres kinases non spécifiques (par exemple, fructokinase et phosphofructokinase). L'activité résiduelle de glucokinase plus élevée dans SZ3 que dans SZ17 indiquait que le fond de type sauvage semblait essentiel pour maintenir un certain degré d'activité de glucokinase, de sorte que la souche recombinante a subi une domestication à long terme pour s'adapter à la perte des activités par des mécanismes incertains.

a Activité glucokinase relative de WT, SZ1 (Δglk1), SZ2 (Δglk2), SZ3 (Δglk1-Δglk2), SZ14 (ΔNS3 :: galP), SZ15 (ΔNS3 :: galP-Δglk1), SZ16 (ΔNS3 :: galP-Δglk2) et SZ17 (ΔNS3 :: galP-Δglk1- Δglk2) cultivé dans des conditions autotrophes. b Croissance de SZ14, SZ15, SZ16 et SZ17 dans un milieu de culture BG11 avec ou sans glucose supplémenté. c Activité glucokinase de SZ14, SZ15, SZ16 et SZ17 cultivées dans des conditions mixotrophes additionnées de glucose 30 mM. L'analyse statistique a été réalisée à l'aide du test t de Student bilatéral non apparié (*p < 0,05, ***p < 0,001). Les valeurs de p dans (c) sont (de gauche à droite) 0,013, 0,0003. Les données sont présentées sous forme de valeurs moyennes ± SD (n = 3 répétitions biologiques). Les données source sont fournies sous la forme d'un fichier de données source.

Les résultats de la culture mixotrophique ont confirmé que la consommation de glucose intracellulaire était empêchée dans le PCC 7942 conformément à la conception. La supplémentation en glucose (30 mM) a triplé la production de biomasse de la souche SZ14 (portant le transporteur GalP), alors qu'aucune amélioration de la croissance n'a été détectée dans la souche déficiente en glucokinase, ce qui indique une perte de capacité d'utilisation du glucose (Fig. 1b). De plus, la supplémentation en glucose a entraîné la récupération de l'activité glucokinase chez les souches déficientes (Fig. 1c), indiquant une réponse adaptative du métabolisme du PCC 7942 vis-à-vis du glucose exogène, y compris la stimulation d'activités glucokinases non spécifiques.

Les résultats des tests enzymatiques ont indiqué que les activités de la glucokinase pourraient être essentielles pour que les cellules PCC 7942 maintiennent l'homéostasie du métabolisme, tandis que la dépendance pourrait être partiellement soulagée en introduisant le transporteur de glucose GalP. Compte tenu des effets de GalP sur la dépendance à la glucokinase native, nous avons émis l'hypothèse que le déficit en glucokinase dans PCC 7942 conduirait à une accumulation anormale de métabolites spécifiques, qui pourraient être exportés par GalP pour soulager la toxicité potentielle ou le stress de rétroaction. Pour tester cette hypothèse, nous avons étudié les profils de métabolites sécrétés des souches déficientes en glucokinase (Fig. 3a supplémentaire) et avons constaté que des quantités importantes de glucose s'accumulaient dans le milieu de culture. Dans les conditions de culture adoptées (milieu BG11, 100 μmol photons/m2/s, barbotage d'air pour l'apport de carbone), 1,0 g/L et 0,33 g/L de glucose ont été synthétisés par les souches SZ3 (WT-∆glk1-∆glk2) et SZ17 (WT-∆glk1-∆glk2-∆NS3 :: galP) respectivement (Fig. 2). De plus, l'accumulation de glucose s'est produite au même rythme que la production de biomasse cellulaire, ce qui indique que le glucose extracellulaire a été synthétisé et sécrété par les cellules vivantes plutôt qu'à partir du contenu des cellules lysées. Lorsque l'apport de carbone et l'illumination ont été encore améliorés (3 % de CO2 v/v dans l'air, 200 μmol de photons/m2/s), la production de glucose de SZ3 et SZ17 a augmenté à 1,64 g/L et 1,16 g/L, respectivement ; et les taux d'accumulation de biomasse des deux souches ont également été améliorés. Au cours du processus, les concentrations de glucose intracellulaire dans les souches déficientes en glucokinase ont également augmenté (Fig. 3b supplémentaire). Quant à SZ3, environ 5,6 mg/L/OD730 de glucose (plus de 70 fois plus élevé que celui du témoin) ont été accumulés à l'intérieur des cellules au jour 6, et pour SZ17, la concentration de glucose intracellulaire a atteint jusqu'à 2,8 mg/L/OD730.

Les densités cellulaires (a) et les concentrations extracellulaires de glucose (b) des souches déficientes en glucokinase SZ3 et SZ17 ont été mesurées et comparées. SZ3 et SZ17 ont été cultivées dans deux conditions avec des intensités d'éclairage et un apport en carbone différents. Les symboles vides et les lignes pointillées représentent les profils des conditions de culture de 30 ° C, 100 µmol photons/m2/s et air aéré ; et les symboles pleins et les lignes pleines représentent les profils des conditions de culture de 30 °C, 200 µmol de photons/m2/s et 3 % de CO2 aéré. Les données sont présentées sous forme de valeurs moyennes ± SD (n = 3 répétitions biologiques). Les données source sont fournies sous la forme d'un fichier de données source.

Pour exclure les contributions potentielles de la source de carbone organique dans le milieu BG11 à la synthèse du glucose, nous avons retiré les composants citrate et citrate d'amine ferrique du milieu, mais n'avons trouvé aucun effet négatif sur la production de glucose, bien que la croissance cellulaire des souches recombinantes ait été légèrement diminuée (Fig. 4a – c supplémentaire). Nous avons également effectué une culture de marquage isotopique pour évaluer les contributions des sources de carbone organique. Comme le montre la Fig. 4d – i supplémentaire, lorsque les cellules recombinantes de Synechococcus étaient cultivées avec du NaHCO3 marqué au 13C, le glucose synthétisé pouvait être rapidement marqué par le 13C, et l'ajout ou la suppression de citrate et de citrate d'amine ferrique avait des impacts mineurs sur les taux de marquage. Ainsi, nous pourrions proposer que le glucose sécrété par les souches recombinantes provenait principalement de la conversion du dioxyde de carbone inorganique. Par rapport aux rapports précédents, la production photosynthétique de glucose par les cyanobactéries a été améliorée dans ce travail. Une productivité de glucose plus de dix fois supérieure (0,27 g/L/OD730 contre 0,027 g/L/OD730) a été obtenue sans l'introduction ou la surexpression d'enzymes catalytiques dans Synechococcus. De plus, la synthèse de glucose du PCC 7942 recombinant s'est poursuivie pendant la phase de croissance rapide indépendamment de toute induction de stress environnemental (par exemple, stress salin ou traitement à l'obscurité)23,24. De plus, la souche SZ3 sécrétait la majeure partie du glucose (> 95 %, environ 0,27 g/L/DO730 contre 5,6 mg/L/DO730) indépendamment des transporteurs hétérologues, suggérant que des mécanismes de transport du glucose inconnus étaient activés par le déficit en glucokinase.

Le glucose n'est généralement pas reconnu comme un métabolite intracellulaire principal dans le PCC 7942, nous ne nous attendions donc pas à ce que le blocage de la capacité de consommation de glucose déplace une grande partie du flux de carbone vers la synthèse du glucose. Théoriquement, le glucose peut être généré par déphosphorylation du glucose-1-phosphate ou du glucose-6-phosphate catalysée par la glucose-1-phosphatase (EC 3.1.3.10) ou la glucose-6-phosphatase (EC 3.1.3.9). Bien que ces gènes n'aient pas été identifiés dans PCC 7942, d'autres phosphatases (phosphatase alcaline, Synpcc7942_1392 ; diphosphatase inorganique, Synpcc7942_1383 ; fructose-1,6-bisphosphatase II/sedoheptulose-1,7-bisphosphatase, Synpcc7942_0505 ; fructose-1,6-bisphosph atase, Synpcc7942_2335 ; myo-inositol-monophosphatase, Synpcc7942_2582) pourraient catalyser les réactions en utilisant du glucose-1-phosphate ou du glucose-6-phosphate comme substrats non spécifiques. Compte tenu de la quantité de glucose accumulé, un itinéraire plus possible était la voie d'hydrolyzation du saccharose, à travers lequel UDP-glucose et fructose-6-phosphate synthase (SPS, Synpcc7942_0808) et le sac généré pourraient être hydrolyzed dans la glucose et la fruct (Synastip 942_0397) (Fig. 3a). Pour confirmer cette hypothèse, nous avons éliminé les deux gènes (SZ130, SZ3-ΔinvA ; SZ131, SZ3-Δsps ; Fig. 5 et 6 supplémentaires) et avons constaté que le taux de croissance n'était pas affecté tandis que la sécrétion de glucose était réduite d'environ 90 % à 0,2 g/L (Fig. 3b, c). Le même phénomène a été observé pour la souche SZ17 (Fig. 3d).

a Réseau métabolique schématique de génération de glucose dans PCC 7942. Croissance cellulaire (b) et production de glucose (c) de SZ3, SZ130 (SZ3-ΔinvA) et SZ131 (SZ3-Δsps). d Production de glucose de SZ17 et SZ159 (SZ17-Δsps). La culture a été réalisée à 30 °C, 200 µmol photons/m2/s et barbotée avec 3 % de CO2. Les données sont présentées sous forme de valeurs moyennes ± SD (n = 3 répétitions biologiques). Cycle CBB Cycle de Calvin – Benson – Bassham, Fru-1,6-bisP fructose-1,6-bisphosphate, Fru-6-P fructose-6-phosphate, UDP-Glc UDP-glucose, Suc-6-P saccharose-6-phosphate, Glc-6-P glucose-6-phosphate, Glc-1-P glucose-1-phosphate, Sps saccharose-phosphate synthase, Spp saccharose-phosphate phosphate ase, Fk fructokinase, Pgi glucose-6-phosphate isomérase, Pgm phosphoglucomutase, Fbp fructose-1,6-bisphosphate I, Glpx fructose-1,6-bisphosphatase II/sédoheptulose-1,7-bisphosphatase, Galu UTP-glucose-1-phosphate uridylyltransférase. Les données source sont fournies sous la forme d'un fichier de données source.

Les résultats ont indiqué que la voie de synthèse du saccharose dominait l'accumulation de glucose dans les souches déficientes en glucokinase, ce qui était contre-intuitif car la synthèse du saccharose est généralement reconnue comme un mécanisme de protection physiologique inductible pour résister au stress hypersalin31. Pour déterminer si un flux métabolique significatif était maintenu par la voie de synthèse du saccharose dans les souches déficientes en glucokinase indépendamment de l'induction d'un stress hypersalin, nous avons construit une souche dérivée de SZ130, à savoir SZ153, portant un transporteur de saccharose hétérologue saccharose-proton perméase (CscB) (Figs. 7a, b supplémentaires), dans lequel le déficit en invA bloquerait l'hydrolysation potentielle du saccharose, et l'isopropyl-bêta-D-thiogalact L'expression de cscB induite par l'opyranoside (IPTG) pourrait faciliter la sécrétion de saccharose accumulé (Fig. 4a). Comme le montre la figure 4b, dans des conditions standard, il n'y avait pas de différence significative entre le glucose extracellulaire produit par les deux souches, alors que le saccharose n'était sécrété en continu que dans SZ153 (jusqu'à 350 mg/L en 8 jours) avec l'expression de cscB induite par l'IPTG. En exprimant le CscB, la concentration intracellulaire de saccharose dans SZ153 a également été réduite de 10 mg/L/OD730 à environ 2 mg/L/OD730, tandis que la concentration intracellulaire de glucose n'a pas été influencée (Figs. 7c, d supplémentaires). Ainsi, il a pu être confirmé qu'un flux de synthèse de saccharose était maintenu dans les cellules PCC 7942 quel que soit le stress hypersalin.

a Stratégies d'ingénierie pour faciliter la sécrétion de saccharose dans PCC 7942. b Sécrétion de saccharose/glucose dans SZ130 (Δglk1-Δglk2-ΔinvA) et SZ153 (Δglk1-Δglk2-ΔinvA-ΔNS3 :: cscB) avec ou sans induction IPTG. c Accumulations extracellulaires de glucose et de saccharose de FL92 (ΔNS3 :: cscB), SZ21 (ΔinvA-ΔNS3 :: cscB) et SZ153 (Δglk1-Δglk2-ΔinvA-ΔNS3 :: cscB) avec ou sans induction IPTG. Les cellules ont été cultivées dans BG11 pendant 8 jours. Les données sont présentées sous forme de valeurs moyennes ± ET. La taille de tous les échantillons n (réplicats biologiques) est de 6. Glk√ et Glk× : glucokinase intacte et déficiente, respectivement ; IPTG√ : souche cultivée en présence d'IPTG 0,1 mM ; IPTG× : pas d'IPTG ajouté au milieu BG11 ; CscB× : pas de CscB dans la souche ; CscB√ : souche exprimant CscB ; Invertase √ et Invertase× : invertase intacte et déficiente, respectivement ; Cycle CBB Cycle de Calvin – Benson – Bassham, Fru-1,6-bisP fructose-1,6-bisphosphate, Fru-6-P fructose-6-phosphate, UDP-Glc UDP-glucose, Suc-6-P saccharose-6-phosphate, Glc-6-P glucose-6-phosphate, Glc-1-P glucose-1-phosphate, Sps saccharose-phosphate synthase, Spp saccharose-phosphate phosphate ase, Fk fructokinase, CscB saccharose perméase, Pgi glucose-6-phosphate isomérase, Pgm phosphoglucomutase, Fbp fructose-1,6-bisphosphate I, Glpx fructose-1,6-bisphosphatase II/sédoheptulose-1,7-bisphosphatase, Galu UTP-glucose-1-phosphate uridylyltransférase. Les données source sont fournies sous la forme d'un fichier de données source.

D'autres expériences ont révélé que la synthèse active de saccharose dans PCC 7942 n'était pas liée à un déficit en glucokinase. La sécrétion de saccharose par CscB dans des conditions non hypersalines a également été observée pour le fond de type sauvage. Dans la souche FL92 (WT-ΔNS3 :: Plac-cscB) 32 précédemment construite, l'expression de cscB induite par l'IPTG a amélioré la sécrétion extracellulaire de saccharose. Le knock-out d'invA (nommé SZ21, Fig. 8 supplémentaire) a amélioré la sécrétion de saccharose de 16 à 80 mg/L lorsqu'aucun IPTG n'a été ajouté (cscB exprimé sous un état "fuyant"). Lorsque 0, 1 mM d'IPTG a été ajouté, la sécrétion de saccharose par les trois souches a encore augmenté à plus de 190 mg / L, et une moindre sécrétion de glucose a été observée dans les souches SZ21 et FL92 avec des glucokinases fonctionnelles (Fig. 4c). Sur la base des résultats ci-dessus, nous avons supposé qu'un cycle de métabolisme actif du saccharose existait dans PCC 7942 et que le déficit en glucokinase bloquait la réutilisation du glucose et favorisait davantage l'accumulation et la sécrétion ultérieures. Dans les souches déficientes en métabolisme du saccharose, une certaine quantité de glucose était encore synthétisée, ce qui indique qu'il existait des voies supplémentaires contribuant à la synthèse du glucose (par exemple, une activité potentielle de déphosphorylation non spécifique) dans PCC 7942.

Le déficit en glucokinase a entraîné une accumulation intracellulaire de glucose, alors que les mécanismes facilitant la sécrétion ultérieure indépendante des transporteurs hétérologues restaient à découvrir. Dans la souche déficiente en glucokinase SZ17, le glucose généré pourrait être exporté hors des cellules par le transporteur de glucose hétérologue GalP, évitant une suraccumulation de glucose intracellulaire. En comparaison, concernant la souche SZ3, des mutations génomiques seraient nécessaires pour faciliter la sécrétion de glucose, ce qui pourrait aussi être une explication des passages longs nécessaires à l'isolement des homozygotes. À cette fin, un séquençage du génome entier a été réalisé pour identifier les mutations fonctionnelles facilitant la sécrétion de glucose dans SZ3. Sur la base des informations publiées sur le génome de PCC 7942 (FACHB-805), les types de mutations ont été caractérisés sur le génome de SZ3 et SZ17 (tableau supplémentaire 1), dont la plupart ont été générées lors de la conservation et des passages de la souche PCC 7942 dans notre laboratoire et ont été précédemment identifiées par des tests de séquençage du génome. Grâce aux comparaisons entre SZ3 et SZ17, un SNP spécifique (G274A) a été identifié sur le gène synpcc7942_1161 du génome SZ3, sur lequel la 92e valine a été convertie en isoleucine (Fig. 5a). L'inactivation de synpcc7942_1161 (G274A) dans la souche SZ3 (SZ141, Fig. 9 supplémentaire) a réduit la sécrétion de glucose de 78 % à 0,33 g/L, démontrant ainsi le rôle essentiel de ce gène (Fig. 5b).

a Séquençage de l'ADN Sanger de la région amplifiée du gène synpcc7942_1161 de SZ3 et SZ17. b Effet du déficit du gène synpcc7942_1161 sur la sécrétion de glucose de la souche SZ3. c La stratégie de construction de la souche SZ182 en introduisant la mutation synpcc7942_1161-G274A dans le génome de PCC 7942 ; SZ181 portant le même marqueur de résistance aux antibiotiques inséré a été utilisé comme souche témoin. Les nombres indiquent les plis élevés des abondances de transcrits respectifs dans SZ182 par rapport à SZ181. d Effet de surexpression de synpcc7942_1161 (SZ192) sur la production de glucose de la souche SZ17. e La stratégie de construction pour remplacer le gène galP dans SZ17 par synpcc7942_1161 (avec ou sans mutation G274A). f Comparaisons des effets de synpcc7942_1161 et synpcc7942_1161-G274A sur la promotion de la sécrétion de glucose lorsqu'ils sont utilisés pour remplacer GalP sur le chromosome de SZ17. Les données sont présentées sous forme de valeurs moyennes ± ET. La taille de tous les échantillons n (répliques biologiques) dans (b, d et f) est de 3. La taille de tous les échantillons n (répliques biologiques) dans (c) est de 6. Les données source sont fournies sous forme de fichier de données source.

Synpcc7942_1161 a été annoté pour coder un transporteur de métal divalent avec cinq domaines transmembranaires (Fig. 10 supplémentaire). Par conséquent, nous avons émis l'hypothèse que la mutation G274A pourrait améliorer les affinités du glucose avec l'exportateur de membrane interne Synpcc7942_1161, facilitant ainsi une sécrétion de glucose plus efficace dans la souche SZ3. Cependant, un test de transcriptome ultérieur a suggéré des effets plus complexes de la mutation synpcc7942_1161-G274A. Et parmi les transcrits avec des abondances significativement élevées dans la souche SZ3, le transcrit synpcc7942_1161 était le plus significativement régulé à la hausse, atteignant une augmentation de 77 fois. De plus, quatre autres gènes situés dans le même opéron avec synpcc7942_1161 ont également été significativement régulés positivement (synpcc7942_1160 par 37 plis, synpcc7942_1162 par 59 plis, synpcc7942_1163 par 37 plis et synpcc7942_RS13740 par 34 plis), constituant les cinq premières transcriptions régulées à la hausse dans SZ3. Pour déterminer si les transcriptions élevées étaient causées par la mutation synpcc7942_1161-G274A, nous avons introduit cette mutation dans le génome PCC 7942 WT (Fig. 5c et Fig. 11 supplémentaire) et examiné les modifications du transcriptome. Les résultats ont révélé que la mutation synpcc7942_1161-G274A augmentait de manière significative l'abondance du transcrit de trois protéines de transport potentielles codant pour le gène (Fig. 5c et données supplémentaires 1), ce qui suggérait que les expressions accrues de l'opéron étaient probablement causées par cette mutation.

L'abondance de Synpcc7942_1161 semblait déterminer les phénotypes de sécrétion de glucose car la surexpression du gène de type sauvage dans la souche SZ17 (SZ192, Fig. 5d et Fig. 12 supplémentaire) augmentait la production de glucose au niveau de SZ3. Nous avons en outre remplacé le GalP sur le chromosome de SZ17 par le synpcc7942_1161 de type sauvage et une version mutée synpcc7942_1161-G274A, obtenant respectivement JS155 et JS156 (Fig. 5e). Comme le montre la figure 5f, JS155 et JS156 ont sécrété des quantités comparables de glucose dans le bouillon de culture, toutes deux supérieures à SZ17. Et les concentrations de glucose intracellulaire dans les deux souches ont également été légèrement améliorées. Ainsi, on peut également proposer que la mutation synpcc7942_1161-G274A favorise la sécrétion de glucose (dans SZ3) principalement en augmentant l'abondance des transcrits du synpcc7942_1161 plutôt qu'en optimisant les activités spécifiques du transporteur respectif. En outre, nous avons en outre évalué et comparé la stabilité de l'ARNm synpcc7942_1161 dans JS155 et JS156 sous le contrôle du promoteur Plac, et aucune différence n'a été trouvée entre les deux versions de l'ARNm synpcc7942_1161 avec ou sans la mutation G274A (Fig. 13 supplémentaire). Ainsi, on pourrait supposer que les abondances élevées de transcrits synpcc7942_1161 étaient dues à l'augmentation des activités de transcription plutôt qu'à l'optimisation de la stabilité des transcrits. Nous avons également supposé que le synpcc7942_1161 muté pourrait contribuer à une fonction de transport unidirectionnelle du glucose intracellulaire car la souche PCC 7942 WT portant la mutation synpcc7942_1161-G274A ne pouvait pas absorber le glucose (Fig. 14 supplémentaire). Sur la base des résultats ci-dessus, nous avons supposé un modèle pour la génération de la souche déficiente en glucokinase SZ3. Comme le montre la figure 6, le déficit en glucokinase a bloqué le cycle glucose-6-phosphate ↔ glucose et a enrichi la mutation spontanée de synpcc7942_1161-G274A. Le synpcc7942_1161-G274A pourrait favoriser la sécrétion de glucose en augmentant l'abondance ou l'activité de l'exportateur de membrane interne Synpcc7942_1161, qui a initié les sécrétions de glucose plus efficacement. Enfin, les sécrétions élevées de glucose ont tamponné le stress de rétroaction potentiel et ont permis l'isolement de l'homozygote final de SZ3.

Cycle CBB Cycle de Calvin – Benson – Bassham, Fru-1,6-bisP fructose-1,6-bisphosphate, Fru-6-P fructose-6-phosphate, UDP-Glc UDP-glucose, Suc-6-P saccharose-6-phosphate, Glc-6-P glucose-6-phosphate, Glc-1-P glucose-1-phosphate, Sps saccharose-phosphate synthase, Spp saccharose-phosphate phosphate ase, Fk fructokinase, 1161 : gène synpcc7942_1161, Pgi glucose-6-phosphate isomérase, Pgm phosphoglucomutase, Fbp fructose-1,6-bisphosphate I, Glpx fructose-1,6-bisphosphatase II/sedoheptulose-1,7-bisphosphatase, Galu UTP-glucose-1-phosphate uridylyltransférase .

L'analyse globale du séquençage de l'ARN a révélé que le transcriptome était remodelé dans SZ3 et que les expressions de 581 gènes étaient significativement régulées (227 régulées à la hausse et 354 régulées à la baisse, données supplémentaires 2) par rapport à WT. L'analyse d'enrichissement a révélé que les voies impliquées dans la photosynthèse et la phosphorylation oxydative étaient régulées de manière significative (valeur p <0, 01) dans SZ3 (Fig. 15 supplémentaire), ce qui était cohérent avec les activités de photosynthèse affaiblies (taux d'évolution de l'oxygène; Fig. 16 supplémentaire) dans SZ3 par rapport à WT. Pendant ce temps, de nombreux gènes participant au métabolisme de l'azote et au métabolisme des acides aminés dans SZ3 montrent également des niveaux de transcription modifiés, qui étaient associés au statut actif de "déversement de carbone" dans la souche déficiente en glucokinase, en particulier pour ceux étroitement associés au métabolisme de l'azote. Pour élucider davantage les effets du métabolisme du déficit en glucokinase, des essais métabolomiques non ciblés ont été effectués entre SZ3 et le type sauvage. Grâce aux tests LC-MS/MS, 116 métabolites différenciés ont été identifiés (Données supplémentaires 3, 4). Conformément au changement de transcriptome, plusieurs concentrations d'acides aminés à l'intérieur de SZ3 ont été modifiées. Par exemple, les concentrations d'arginine, de glutamate et de glutamine, qui interviennent dans le cycle ornithine-ammoniac33, ont toutes été réduites de plus de 50 % (Fig. 7). Une autre caractéristique métabolomique représentative de la souche SZ3 déficiente en glucokinase était l'abondance accrue de composés de sucre et la diminution de la teneur en métabolites phosphorylés (tableaux supplémentaires 2 et 3). Ce phénomène indique que les glucokinases pourraient fonctionner comme des phosphorylases non spécifiques avec des substrats plus larges dans le métabolisme du PCC 7942, ce qui pourrait également expliquer la difficulté d'isoler les homozygotes déficients en glucokinase. Pour confirmer cette hypothèse, nous avons purifié Glk1 et Glk2 de PCC 7942 et évalué les activités des deux enzymes sur les sucres phosphorylants autres que le glucose. Comme le montre la Fig. 17 supplémentaire, les deux glucokinases ont montré des activités de phosphorylation sur certains autres sucres en plus du glucose. Les activités non spécifiques de Glk2 envers les huit sucres dépassent toutes 20 % (de l'activité spécifique pour le glucose), atteignant jusqu'à 50 % pour le fructose, le mannose et le galactose. Les résultats des tests in vitro ont fourni une preuve supplémentaire de l'hypothèse selon laquelle les glucokinases pourraient jouer un rôle important dans la phosphorylation et le recyclage des sucres dans le PCC 7942. synthèse et sécrétion de glucose.

Quantités relatives de métabolites intracellulaires de WT (colonne blanche) et SZ3 (colonne grise) cultivées dans des conditions de culture standard (milieu BG11, 100 μmol photons/m2/s, barbotage d'air pour l'apport de carbone) pendant 8 jours. Les métabolites de SZ3 qui ont augmenté ou diminué de manière significative par rapport à WT sont marqués respectivement en rouge et en bleu. Les données sont présentées sous forme de valeurs moyennes ± ET. La taille de tous les échantillons n (réplicats biologiques) est de 6. Cycle CBB Cycle Calvin – Benson – Bassham, cycle TCA cycle de l'acide tricarboxylique, voie ED voie Entner – Doudoroff, FBP fructose-1,6-bisphosphate, Fbp fructose-1,6-bisphosphate I, Glpx fructose-1,6-bisphosphatase II/sedoheptulose-1,7-bisphosphatase, Galu UTP-gluco se-1-phosphate uridylyltransférase, F6P fructose-6-phosphate, UDP-Glc UDP-glucose, Suc-6-P saccharose-6-phosphate, G6P glucose-6-phosphate, G1P glucose-1-phosphate, Sps saccharose-phosphate synthase, Spp saccharose-phosphate phosphatase, Fk fructokinase, Glk glucokinase, E4P érythrose-4-phosphate, SBP sédoheptulose-1,7-bisphosphate, S7P sédoheptulose-7-phosphate, GAP glycéraldéhyde-3-phosphate, R5P ribose 5-phosphate, Xu5P xylulose-5-phosphate, Ru5P ribulose-5-P, Ru15P ribulose-1,5-diphosphate, DHAP dihydroxyacétone phosphate, ADP-Glc adénosine diphosphate glucose, Pgm phosphoglucomut ase, Pgi glucose-6-phosphate isomérase, 3PGA 3-phosphate-glycérate, 6PG acide 6-phosphogluconique, KDPG 2-céto-3-désoxy-6-phosphogluconate, PYR pyruvate, Glu15La Glucono-1,5-lactone, UDP-Gal UDP-Galactose, Gal Galactose, Gal-1P Galactose 1-phosphate, PEP phosphoénolpyruv ate, AcCoA acétyl-CoA, citrate CIT, isocitrate ICIT, 2OG 2-oxoglutarate, SUC-CoA succinyl CoA, succinate SUC, fumarate FUM, oxaloacétate OAA, malate MAL. Les données source sont fournies sous la forme d'un fichier de données source.

En ce qui concerne la voie du métabolisme du saccharose soutenant directement la synthèse du glucose, l'abondance des métabolites intermédiaires importants était régulée différemment, indiquant une voie catalytique déséquilibrée (Fig. 7). Par rapport au témoin de type sauvage, la concentration intracellulaire de saccharose a diminué de 74,3 %, tandis que celle de fructose a été multipliée par huit. Ces résultats indiquent une forte force motrice pour la sécrétion de glucose et une production accrue de fructose, qui a dépassé la capacité de conversion de la fructokinase native. Les concentrations de la plupart des métabolites en amont ont généralement diminué (de 88,3 % pour le glucose-1-phosphate, de 88,4 % pour le glucose-6-phosphate, de 69,9 % pour le fructose-1,6-bisphosphate et de 97,7 % pour le fructose-6-phosphate), à ​​l'exception de l'UDP-glucose (augmentation de 2,93 fois). Les enzymes fonctionnelles responsables de la conversion du glucose-1-phosphate en UDP-glucose n'ont pas été identifiées dans PCC 794234. Par conséquent, les mécanismes à l'origine de la suraccumulation d'UDP-glucose devraient être étudiés plus avant dans de futures études.

Afin d'améliorer encore la production photosynthétique du glucose, plusieurs enzymes essentielles des voies métaboliques du saccharose ont été surexprimées individuellement. Comme le montre la Fig. 8, la bifonctionnelle saccharose-6-phosphate synthase/saccharose-6-phosphotase (catalysant la synthèse du saccharose-6-phosphate et du saccharose à partir du fructose-6-phosphate et de l'UDP-glucose), l'invertase (catalysant la dégradation du saccharose en fructose et glucose), la phosphoglucose isomérase (catalysant la conversion entre le fructose-6-phosphate et le glucose-6-phosphate ), la phosphoglucose mutase (catalysant la conversion entre le glucose-1-phosphate et le glucose-6-phosphate), la fructose-1,6-bisphosphatase (catalysant la conversion du fructose-1,6-bisphosphate en fructose-6-phosphate) étaient toutes surexprimées individuellement dans la souche SZ3. La plupart des souches recombinantes ont amélioré la production de glucose, améliorant les concentrations de glucose extracellulaire d'environ 1,6 à 2 g/L au cours d'un processus de culture de 16 à 18 jours. La seule exception était la surexpression de la fructokinase, pour laquelle la sécrétion de glucose était diminuée. Une explication possible est que l'augmentation des enzymes fructokinases a catalysé le glucose en tant que substrat non spécifique et restauré le cycle glucose / phosphoglucose précédemment bloqué (Fig. 18 supplémentaire), entraînant la réduction de la branche de synthèse du glucose.

Production de glucose extracellulaire et densité cellulaire des souches mutantes calculées après une culture de 15 à 18 jours. Les résultats pour SZ145 et SZ150 sont la production de glucose extracellulaire à partir du 16ème et 15ème jour de culture, respectivement. L'analyse statistique a été réalisée à l'aide du test t de Student bilatéral non apparié (**p < 0,01, ****p < 0,0001). Les valeurs p sont (de gauche à droite) 0,0029, 0,0026, 0,0011, 0,0049, <0,0001, 0,0017, <0,0001. Les données sont présentées sous forme de valeurs moyennes ± ET. La taille de tous les échantillons n (réplicats biologiques) est de 3. Les données source sont fournies sous forme de fichier de données source.

Comme mentionné ci-dessus, l'optimisation de l'apport de carbone et des forces d'éclairage a amélioré la production de glucose des souches SZ3 et SZ17, ainsi que les taux d'accumulation de la biomasse. Nous avons utilisé la souche SZ123 pour améliorer la production de glucose en optimisant la culture, et les résultats ont montré une amélioration de la biomasse et de la production de glucose (de 2 à 2,9 g/L ; Fig. 9a ; Fig. 19 supplémentaire) en utilisant un milieu de culture BG11 concentré (2×)35. Pour une synthèse de glucose prolongée, nous avons adopté une stratégie de fed-batch en remettant en suspension les cellules synthétisant le glucose (c'est-à-dire en récoltant les cellules et en suspendant les cellules avec du milieu frais) tous les 12 jours. Cette stratégie a effectivement prolongé les activités de synthèse de glucose des cellules SZ123 (Fig. 9b) et a conduit à l'accumulation de 5 g/L de glucose après 3 lots, ce qui a absorbé plus de 70 % du flux de carbone fixé par les cellules recombinantes de Synechococcus (Fig. 20 supplémentaire). Les taux d'accumulation de glucose ont progressivement diminué avec la diminution de la densité cellulaire. Par conséquent, la robustesse cellulaire des usines de cellules recombinantes pour maintenir une croissance et un métabolisme stables dans une culture à long terme est le principal facteur de contrôle de la production de glucose. En conséquence, les futures solutions systématiques d'ingénierie des souches et de la culture devraient encore améliorer ces aspects.

a Effet de la supplémentation en milieu de culture sur la production de glucose de la souche SZ123. L'analyse statistique a été réalisée à l'aide du test t de Student bilatéral non apparié (***p < 0,001, ****p < 0,0001). Les valeurs p sont (de gauche à droite) 0,0001, <0,0001. b Culture en resuspension continue de la souche SZ123 basée sur du milieu (2 ×) BG11. Les données sont présentées sous forme de valeurs moyennes ± ET. La taille de tous les échantillons n (répliques biologiques) dans (a) est de 4. La taille de tous les échantillons n (répliques biologiques) dans (b) est de 3. Les données source sont fournies sous forme de fichier de données source.

Dans ce travail, nous avons débloqué le potentiel de la photosynthèse cyanobactérienne pour convertir le dioxyde de carbone directement en glucose. La photosynthèse est le processus biochimique le plus étendu sur Terre, et les photoautotrophes convertissent l'énergie solaire et le dioxyde de carbone en carbone organique primaire pour soutenir le maintien de la biosphère36. Actuellement, le raffinage de la biomasse végétale/algale riche en sucre constitue la voie dominante pour produire du sucre en grande quantité, répondant aux besoins des domaines de l'alimentation et de la médecine ainsi que de l'industrie du bioraffinage8,9. Le mode « un pot, une étape » de production photosynthétique des cyanobactéries pourrait servir d'alternative au sucre plus continue, stable et efficace que la voie « plantes-biomasse-sucre »37. La plupart des espèces de cyanobactéries peuvent naturellement synthétiser et accumuler des solutés compatibles de type sucre pour résister au stress environnemental abiotique38. L'accumulation et la sécrétion de ces composés de sucre compatibles (tels que le saccharose et le tréhalose) par les cyanobactéries peuvent être optimisées grâce à la manipulation génétique20,21, et des scénarios d'application biotechnologique tels que le développement de consortiums artificiels sont explorés et élargis39,40. Cependant, le glucose, la molécule de monosaccharide la plus représentative et la plus importante, ne peut pas être synthétisé et accumulé efficacement dans les cyanobactéries. Récemment, une sécrétion de glucose (accompagnée d'une sécrétion de saccharose) a été observée chez un mutant PCC 7942 avec le gène xpk délété (qui code pour la phosphocétolase). Cependant, cette synthèse de glucose ne peut être déclenchée que dans l'obscurité avec des conditions de stress salin, et le titre est plutôt limité, atteignant environ 3 mM par des cellules à haute densité (la DO730 initiale est de 20, et la productivité moyenne finale de 0,027 g/L/DO730)24. Dans un autre travail antérieur, le titre de la synthèse de glucose induite par le sel (accompagnée d'une sécrétion de fructose) n'a atteint que 30 μM (productivité de 0,027 g/L/DO750) dans le PCC 7942 en surexprimant la saccharose hydrolase et les transporteurs d'hexose23. En revanche, une synthèse continue de glucose pendant la phase de croissance photoautotrophe rapide a été obtenue dans ce travail, avec une productivité supérieure à 0,27 g/L/OD730, en supprimant simplement les activités de glucokinase dans les cellules de Synechococcus, ce qui signifie des productivités photosynthétiques dix fois plus élevées en l'absence de toute enzyme ou transporteur catalytique hétérologue et indépendamment de toute induction de stress environnemental.

Bien que la majorité des espèces de cyanobactéries isolées effectuent un métabolisme autotrophe et soient déficientes pour absorber et utiliser le glucose exogène comme source de carbone, certaines souches de cyanobactéries sont capables d'utiliser le glucose41,42. Comme pour les souches de cyanobactéries capables d'effectuer un métabolisme hétérotrophe ou mixotrophe à l'aide du glucose, la glucokinase joue un rôle essentiel dans la phosphorylation du glucose et l'initiation des divers processus glycolytiques43,44. Cependant, les gènes de glucokinase sont omniprésents dans la grande majorité des génomes de cyanobactéries séquencés (Données supplémentaires 5). Par exemple, Synechococcus elongatus PCC 7942, qui n'a pas la capacité d'absorber et d'utiliser le glucose exogène, possède deux gènes de glucokinase sur son génome, ce qui implique que la glucokinase a plus de fonctions physiologiques que l'utilisation du glucose. Grâce à des modifications génétiques systématiques, nous avons identifié un cycle glucose-phosphoglucose actif et stable dans PCC 7942, qui a été maintenu dans la voie du métabolisme du saccharose. Auparavant, la synthèse et l'accumulation de saccharose étaient généralement reconnues comme un mécanisme de réponse au stress salin pour résister au stress hyperosmotique31,45. En revanche, nous avons démontré dans ce travail que le cycle de synthèse-dégradation du saccharose dans le PCC 7942 reste actif indépendamment de l'induction du stress des sels, et que l'activité de la glucokinase agit comme un "floodgate" pour éviter la suraccumulation de glucose, qui est un intermédiaire dans le réseau du métabolisme du saccharose et a un impact potentiel sur le métabolisme photosynthétique. Outre le métabolisme du saccharose, certaines autres réactions non spécifiques peuvent également contribuer à la synthèse et à l'accumulation de glucose dans le PCC 7942. Ainsi, on pourrait supposer que la synthèse intracellulaire du glucose peut être maintenue en continu dans le PCC 7942, alors que la glucokinase était cruciale pour recycler le glucose dans le réseau métabolique central par un processus de phosphorylation, et ce mécanisme peut potentiellement sauver la perte d'énergie potentielle et les perturbations du métabolisme causées par la sécrétion et l'accumulation de glucose. De plus, bien que la croissance cellulaire et la photosynthèse n'aient pas été inhibées (Fig. 16 supplémentaire), les souches déficientes en glucokinase ont montré une sensibilité améliorée à 150 mM de NaCl (Fig. 21 supplémentaire), indiquant que le cycle glucose-phosphoglucose stable contribue à la réponse rapide du PCC 7942 au stress salin. Auparavant, il a été prouvé que l'effet ionique est important pour induire l'accumulation de saccharose dans le PCC 7942, une concentration élevée d'ions activant directement l'enzyme de synthèse de saccharose Sps et inhibant simultanément l'enzyme de dégradation du saccharose Inv31. Le maintien du cycle métabolique du saccharose a permis la régulation directe de l'activité des concentrations d'ions sur les enzymes, et les activités de la glucokinase pourraient garantir la réutilisation rapide des sucres (fructose et glucose) à partir du saccharose hydrolysé (l'activité d'Inv serait réduite plutôt que complètement supprimée par des concentrations ioniques élevées).

Une question importante dans l'ingénierie métabolique microbienne est l'adaptation des cellules châssis aux voies artificielles et aux modifications génomiques. Les activités métaboliques branchées et recâblées peuvent perturber la distribution du carbone, l'apport de cofacteurs et les équilibres redox du métabolisme cellulaire natif, et sont susceptibles de stimuler les réponses des cellules hôtes aux niveaux de la physiologie, du métabolisme et même de la génétique46, qui devraient être soulagés par des conceptions et une ingénierie métaboliques. L'ingénierie des transporteurs est devenue une stratégie universelle pour augmenter l'adaptabilité des cellules châssis microbiennes aux voies hétérologues, ce qui pourrait favoriser la sécrétion de produits, soulager la charge métabolique de la suraccumulation intracellulaire et réduire l'effet inhibiteur potentiel des produits47. Une solution alternative a été proposée dans cette étude. Pour obtenir un transport efficace du glucose, nous avons introduit un transporteur hétérologue GalP sur le chromosome de PCC 7942, qui a réduit le stress métabolique ou physiologique intracellulaire potentiel et a facilité l'acquisition pratique et fluide des transformants génétiques (SZ17). En comparaison, sans introduction de transporteurs hétérologues, une mutation spontanée (Synpcc7942_1161-G274A) a été générée et enrichie au cours du processus de culture à long terme et a doté la souche mutante de capacités encore meilleures de synthèse et de sécrétion de glucose. La combinaison de modifications génétiques artificielles avec des mutations génomiques spontanées induites par le stress métabolique pourrait recâbler plus efficacement le flux métabolique.

En résumé, nous avons identifié les principaux facteurs limitant le potentiel naturel des cyanobactéries pour la production photosynthétique de glucose. Sans catalyse hétérologue ou gènes de transport, une grande partie du dioxyde de carbone fixé par photosynthèse dans la souche modifiée avec des activités de glucokinase déficientes et une mutation spontanée du génome a été recâblée dans la production sécrétoire de glucose. Les découvertes ont mis en lumière le développement et l'industrialisation de systèmes de production de glucose plus directionnels et continus avec l'énergie solaire et le dioxyde de carbone.

Tous les gènes endogènes ont été amplifiés par PCR à partir du génome PCC 7942 de type sauvage à l'aide d'amorces spécifiques aux gènes et d'ADN polymérase haute fidélité (TransGen, Pékin, Chine). Toutes les amorces utilisées dans cette étude et les plasmides construits sont répertoriés dans les données supplémentaires 6. La souche E. coli DH5α a été utilisée pour construire les plasmides, et toutes les souches ont été cultivées à 37 ° C dans le milieu Luria-Bertani (boîte de Pétri liquide ou gélosée) complétée par les antibiotiques correspondants (Solarbio). L'ampicilline, la kanamycine, la spectinomycine, la gentamycine et le chloramphénicol ont été utilisés à 100, 50, 50, 40 et 50 µg/mL, respectivement, pour les souches avec les gènes de résistance correspondants. Tous les vecteurs squelettes ont été définis sur la base de pUC19 ou pBR322 en insérant des régions homologues, des promoteurs et des cassettes de résistance aux antibiotiques avec digestion par des enzymes de restriction et ligature ou clonage sans soudure. Les régions de recombinaison homologue dans tous les plasmides étaient situées à environ 1000 pb de séquence en amont et 1000 pb de séquence en aval du locus du gène intégré. EcoRI, XbaI, EcoRV, NaeI, EagI et BamHI étaient les sites de clonage de restriction utilisés pour construire pSS1 et pSS2. Toutes les enzymes de restriction étaient des enzymes de digestion rapide de Thermo Fisher Science (Shanghai, Chine). Les plasmides ont été construits en utilisant la méthode de clonage sans soudure et le kit de clonage sans soudure (Taihe Biology Co., LTD, Chine) conformément aux instructions du fabricant. Les colonies d'E. coli avec des plasmides positifs ont été confirmées par PCR de colonie en utilisant des amorces spécifiques au gène et de l'ADN polymérase Taq (TransGen Biotech). Les plasmides purifiés avec un kit Mini-prep (OMEGA Bio-Tek) ont été contrôlés par séquençage Sanger avant la transformation PCC 7942.

Les modifications génétiques du génome de PCC 7942 ont été réalisées à l'aide d'un système de double recombinaison homologue pour intégrer les gènes dans les sites cibles. Tous les plasmides ont été transformés dans PCC 7942 par la transformation naturelle. Les transformants cultivés sur des plaques sélectives d'antibiotiques ont été analysés par PCR et séquençage d'ADN de deuxième génération des fragments amplifiés32. Les souches dérivées de PCC 7942 construites dans cette étude sont répertoriées dans les données supplémentaires 7.

Les souches dérivées de PCC 7942 ont été inoculées dans un milieu liquide BG11 contenant les antibiotiques correspondants et cultivées pendant 4 à 6 jours sous agitation rotative (150 tr/min) et éclairage en lumière blanche de 50 µmol photons/m2/s à 30 °C. Par la suite, le bouillon de culture a été inoculé dans 200 ml de milieu BG11 dans des flacons de 250 ml sous une lumière blanche continue de 100 µmol de photons/m2/s et barboté avec de l'air. La kanamycine, la spectinomycine, la gentamicine et le chloramphénicol ont été ajoutés au milieu pour des concentrations finales de 20, 20, 2 et 10 µg/mL, respectivement. Enfin, le bouillon de culture des flacons a été centrifugé et remis en suspension avec 65 ml de milieu de culture BG11 frais à la DO730 initiale d'environ 2,0 dans des photobioréacteurs à colonne (d'un diamètre de 3 cm). Sauf indication contraire, les cultures pour la production photosynthétique de glucose ont été réalisées à 30 °C. Au cours de l'expérience de culture à long terme, les antibiotiques ont été éliminés, 8 mM de TES-NaOH (pH = 8) ont été ajoutés pour maintenir le pH de la culture et les génotypes des cellules ont été vérifiés par PCR à la fin de la culture. Au cours du processus de culture, 0,5 ml de bouillon de culture a été prélevé de chaque photobioréacteur à colonne tous les deux jours pour mesurer la DO730 et les concentrations de glucose, et de l'eau stérile a été complétée pour maintenir le volume d'origine. Pour des expériences spéciales, les teneurs en carbone organique (acide citrique et citrate d'ammonium ferrique) seraient retirées du milieu BG11.

Pour déterminer le contenu en glucose extracellulaire sécrété par les souches dérivées de PCC 7942, le bouillon de culture a été prélevé et centrifugé à 12 000 xg pendant 1 min. Ensuite, les concentrations de glucose dans le surnageant ont été calculées à l'aide du kit de dosage D-glucose (Megazyme) ou du système de chromatographie échangeuse d'ions ICS5000+ (DIONEX, Thermo Scientific, USA) équipé d'un détecteur électrochimique et d'une colonne analytique Dionex CarboPac MA1 (4×250 mm, Thermo Scientific, Waltham, MA, USA). Le glucose intracellulaire a été extrait des culots cellulaires suite à une étude précédente48. En bref, les culots cellulaires ont été remis en suspension dans 1 mL d'éthanol à 80 % (volume à volume) puis incubés à 65 °C pendant 4 h. Après centrifugation à 12 000 ×g pendant 5 min, le surnageant a été transféré dans un tube propre et séché sous un courant de N2 à 55 °C. Ensuite, les résidus secs ont été dissous dans de l'eau ultrapure et la solution dissoute a été filtrée dans des flacons propres avec une membrane de filtration de 0,22 μm. Les teneurs en glucose dans le filtrat ont également été calculées en utilisant le kit de dosage du D-glucose (Megazyme) ou la chromatographie ionique.

L'activité de la glucokinase a été mesurée par un dosage enzymatique modifié3. Les cellules de Synechococcus cultivées dans du milieu BG11 ont été centrifugées et remises en suspension dans 1 mL de tampon de rupture (Tris-HCl 50 mM, pH 7,4) pré-refroidi à 4 °C. Du sable de quartz (Sigma) a été ajouté à la suspension cellulaire et les cellules ont été rompues par mélange au vortex à 4 ° C pendant 30 min. Après centrifugation, 60 µL du surnageant ont été transférés dans une plaque 96 puits, à laquelle 200 µL d'un tampon de réaction (100 mM Tris-HCl, pH 7,8, 2,5 mM ATP, 4 mM MgCl2, 20 mM KCl, 0,2 mM NADP+, 10 mM glucose et 5 U/mL glucose-6-phosphate déshydrogénase) ont été ajoutés, et le l'absorbance à 340 nm a été mesurée toutes les 5 min dans l'obscurité. La pente de A510, qui augmentait avec le temps, a été calculée, et l'activité enzymatique spécifique de la glucokinase dans le mélange réactionnel a été calculée selon la loi de Lambert-Beer.

Les expériences de marquage au 13C ont été réalisées en utilisant du bicarbonate de sodium marqué au 13C (Cambridge Isotope Laboratories, 99 % 13C, CLM-441) et du 12C-NaHCO3 a été ajouté comme témoin. Tout d'abord, les cellules en phase de croissance exponentielle ont été ajustées à une DO730 de 0,6 dans 10 ml de BG11 comprenant 50 mM de NaHCO3 et les antibiotiques appropriés, puis cultivées dans des flacons scellés de 30 ml (sans espace de tête) avec ou sans acide citrique et citrate ferrique d'ammonium dans des conditions de lumière continue. Pour les dosages des métabolites intracellulaires, les cellules ont été recueillies par centrifugation toutes les 24 h, extraites rapidement avec 2 ml de méthanol/eau 80:20 (vol/vol), puis congelées dans de l'azote liquide. Les métabolites intracellulaires ont été extraits cinq fois via le cycle de congélation/décongélation. Après centrifugation et insufflation d'azote, 100 µL de ddH2O ont été ajoutés à l'échantillon pour la remise en suspension et ont été prélevés pour la réaction de dérivatisation. La dérivatisation de l'échantillon a été réalisée en deux étapes : (1) en ajoutant 40 µL de solution de méthoxyamine (25 mg/mL, dissous dans un solvant de pyridine), puis en incubant à 60 °C pendant 30 min. (2) 40 µL de réactif TMS (BSTFA/TMCS, 99:1) ont été ajoutés à chaque échantillon puis mis à réagir à 37 °C pendant 120 min. Pour les dosages du glucose extracellulaire, 100 µL de surnageant de bouillon de culture SZ3 ont été prélevés pour la lyophilisation et la dérivatisation respectivement. Après centrifugation, une GC-MS a été réalisée pour analyser les échantillons. Les dosages GC-MS ont été effectués par Agilent 7890, équipé d'un détecteur de masse Agilent 5977 et d'une colonne HP-INNOWax (30 m × 0,32 mm × 0,25 μm). De l'hélium ultra-pur a été utilisé comme gaz porteur à un débit constant de 3 mL/min. La température de la boîte à colonne a été initialement maintenue à 60 °C pendant 5 min, augmentée à 260 °C à une vitesse de 10 °C/min, puis maintenue à 260 °C pendant 10 min. Les signaux de masse caractéristiques du glucose ont été détectés à m/z 204(M + 0), 205(M + 1), 206(M + 2), puis ont été calculés en fonction du rapport entre les métabolites marqués et non marqués, pour analyser les intermédiaires apparentés et pour détecter le rapport marqué du glucose dans les cellules par unité de temps.

Pour le reséquençage du génome entier de SZ3 et SZ17, l'ADN génomique a été isolé et analysé pour les qualités et les concentrations à l'aide du système Nanodrop ND-1000 (Thermo Scientific, États-Unis) et du fluoromètre Qubit (Thermo Scientific, États-Unis). Par la suite, des échantillons d'ADN quantifiés ont été fragmentés, émoussés, modifiés avec des protubérances 3ʹ-A, ligaturés aux adaptateurs de séquençage standard d'Illumina et amplifiés par PCR. La bibliothèque a été séquencée en lectures appariées à l'aide d'un séquenceur Illumina HiSeq 2500. Les constructions de bibliothèques et le séquençage ont été réalisés par Allwegene Tech (Beijing, Chine). La séquence de référence (Synechococcus elongatus PCC 7942, FACHB-805) a été obtenue auprès de GenBank pour la cartographie de lecture. BWA49 a été utilisé pour référencer les séquences et SAMtools50 a été utilisé pour trier les résultats et marquer les lectures en double. Par la suite, les SNP et la variation de structure (SV) entre les séquences de référence et les séquences d'échantillon ont été identifiés par SAMtools et BreakDancer51, respectivement. Ensuite, des fragments d'ADN contenant des SNP et des SV ont été amplifiés à partir de l'ADN génomique et ensuite vérifiés par séquençage Sanger.

Cellules de Synechococcus cultivées dans des flacons agités sous une lumière fluorescente blanche de 50 μmol photons/m2/s à 30 °C. Les cellules en phase logarithmique ont été récoltées et remises en suspension à une DO730 de 4. De l'actinomycine D (ActD, 5 μg/mL) a été ajoutée pour bloquer la synthèse d'ARNm de novo et l'ARN total a été isolé aux moments indiqués (0, 5, 25 et 45 min) après l'ajout d'ActD à l'aide d'un kit d'extraction d'ARN bactérien (Vazyme, Nanjing, Chine). Les échantillons d'ARN ont ensuite été transcrits en ADNc à l'aide de HiScript III RT SuperMix pour qPCR (Vazyme, Nanjing, Chine). La RT-PCR quantitative a été réalisée sur un détecteur de séquence LightCycler 480 (Roche, Bâle, Suisse; logiciel LightCycler 480 1.5) basé sur la fluorescence SYBR Green I (ChamQ Universal SYBR qPCR Master Mix-Vazyme, Nanjing, Chine).

Les cellules de Synechococcus cultivées jusqu'au 8e jour dans des conditions de culture standard (30 ° C, 100 µmol de photons / m2 / s, bouillonnement d'air pour l'apport de carbone) ont été centrifugées et lavées trois fois avec un tampon salin tamponné au phosphate (Fig. 22 supplémentaire). Les culots cellulaires ont été congelés dans de l'azote liquide pendant 15 min puis stockés à -80 ° C jusqu'à l'analyse. Ensuite, 200 µL de ddH2O et 800 µL d'un mélange acétonitrile-méthanol (1:1) ont été ajoutés à 80 mg de culots cellulaires. Après vortex pendant 1 min, tous les échantillons ont été stockés à -20 ° C pendant 1 h pour la précipitation des protéines. Les échantillons ont ensuite été centrifugés à 12 000 × g pendant 20 min à 4 °C. Le surnageant a été recueilli et évaporé à sec dans un concentrateur sous vide. Par la suite, 100 µL de solution de remise en suspension (acide formique à 0,1 % dans ddH2O) ont été ajoutés et vortexés pendant 30 s. La solution résultante a été filtrée à travers une membrane de 0,22 pm. Pour garantir la qualité de l'analyse métabolomique, des échantillons de contrôle qualité (CQ) ont été préparés en mélangeant six répétitions dans chaque groupe.

Pour l'analyse métabolomique non ciblée, les échantillons ont été injectés dans une chromatographie liquide ultra-haute performance Agilent 1290 Infinity équipée d'une colonne Acquity UPLC BEH Amide (2,1 mm × 100 mm, taille de particules 1,7 µm) et détectés avec un spectromètre de masse AB Triple TOF 5600/6600 équipé d'une source d'ionisation par électrospray (ESI) (AB SCIEX, Canada). La température de la colonne a été maintenue à 25°C. La phase mobile à gradient était un mélange d'acétate d'ammonium 25 mM et d'ammoniaque 25 mM dans l'eau pour la phase mobile A, et d'acétonitrile pour la phase mobile B, à un débit de 0,30 mL/min. La proportion de phase mobile B a été optimisée à 0–0,5 min, 95 % B ; 0,5 à 7 minutes, 95 % à 65 % B ; 7,0–8,0 min, 65 %–40 % B ; 8,0–9,0 min, 40 % B ; 9,0–9,1 min, 40 %–95 % B ; 9,1–12 min, 95 % B.

Une plage de balayage de 50 à 1200 m/z (rapport masse-charge) a été adoptée pour l'analyse par spectrométrie de masse (MS). La tension de pulvérisation ionique a été fixée à +5 kV pour le mode d'ionisation positive (ESI+) et à -5 kV pour le mode négatif (ESI-). L'énergie de collision a été fixée à +15 et -15 eV pour ESI+ et ESI-, respectivement. Les potentiels de déclustering ont été fixés à +60 V (ESI+) et –60V (ESI–), et la température de la source était de 650 °C. Les données brutes LC-MS ont été converties par le logiciel ProteoWizard et introduites dans un XCMS pour l'identification, la correspondance et l'intégration des pics. Identification de composés de métabolites par spectres MS/MS avec une base de données interne établie avec les normes authentiques disponibles. Les métabolites identifiés ont ensuite été recherchés dans la base de données de l'Encyclopédie de Kyoto sur les gènes et les génomes pour l'analyse des voies métaboliques. Par la suite, les données ont été prétraitées par échelle de Pareto pour l'analyse en composantes principales, l'analyse discriminante des moindres carrés partiels (PLS-DA) et l'analyse discriminante des moindres carrés partiels orthogonaux (OPLS-DA). L'analyse statistique unidimensionnelle comprenait le test t de Student et une analyse des variations multiples.

Les cellules de Synechococcus cultivées jusqu'au 4ème jour dans des conditions de culture standard (30 ° C, 100 µmol de photons / m2 / s, bouillonnement d'air pour l'apport de carbone) ont été centrifugées et lavées avec de l'eau sans DNase / RNase (Fig. 23 supplémentaire). Les culots cellulaires ont été récupérés et congelés rapidement dans de l'azote liquide pendant 15 minutes. Le réactif TRIzol (Invitrogen) a été utilisé pour l'extraction de l'ARN total à partir de culots cellulaires congelés (trois réplicats biologiques dans chaque groupe). La qualité et la concentration de l'ARN ont été analysées à l'aide du système Nanodrop ND-1000 (Thermo Scientific, USA) et du kit de test Agilent 2100 RAN NANO 6000 (Agilent Technologies, CA, USA). Des bibliothèques appariées ont été préparées à l'aide du kit de préparation de bibliothèque d'ARN (Illumina). L'ARNm enrichi a été fragmenté en ajoutant un tampon de fragmentation et l'ADNc du premier brin a été synthétisé à l'aide d'amorces hexamères aléatoires et de transcriptase inverse, pour lesquelles des fragments d'ARNm ont été utilisés comme modèles, suivis d'une synthèse d'ADNc du deuxième brin à l'aide d'ADN polymérase I, RNaseH, tampon et dNTP. Les fragments d'ADNc double brin synthétisés ont ensuite été purifiés à l'aide d'un kit QIAQuick PCR. L'ADNc double brin purifié a été poly-adénylé et ligaturé avec un adaptateur pour préparer la banque d'extrémités appariées. L'ADNc ligaturé à l'adaptateur et les amorces d'adaptateur ont été utilisés pour l'amplification par PCR. Enfin, la plate-forme Illumina a été appliquée pour séquencer les bibliothèques d'ADNc résultantes et des lectures appariées de 150 pb ont été obtenues. Les lectures propres ont été coupées des lectures brutes, et toutes les analyses en aval étaient basées sur les lectures propres. En utilisant le logiciel Bowtie 2, des lectures propres appariées ont été alignées sur le génome de référence de Synechococcus elongatus PCC 7942. Le nombre de lectures correspondant à chaque gène a été calculé à l'aide de FeatureCounts52. Par la suite, les fragments de chaque gène par kilobase par million (FPKM) ont été calculés en fonction de la longueur du gène et du nombre de lectures cartographié sur ce gène. Gènes avec p-adj <0,05 et |log2foldchange | > log2(1,5) ont été définis comme des gènes différentiellement exprimés (DEG).

Les gènes Glk1 (Synpcc7942_0221), Glk2 (Synpcc7942_2111) et Fk (Synpcc7942_0116) ont été amplifiés à partir du génome PCC 7942 et clonés dans le pET28a, générant les plasmides d'expression recombinants pYW16, pJS89 et pJS90, respectivement. Les plasmides recombinants ont été transformés dans la souche E. coli BL21 (DE3) pour la surproduction de protéines cibles. Les transformants ont été cultivés dans 500 mL de milieu LB contenant 50 μg/mL de kanamycine à 37 °C. À une DO600 de 0, 6 à 0, 8, les cellules ont été induites par IPTG 0, 3 mM à 16 ° C pendant 20 h. Après induction, les cellules ont ensuite été récoltées par centrifugation et rompues par sonication dans un tampon de lyse prérefroidi (Tris-HCl 20 mM, pH 7,8). Les lysats ont été centrifugés à 20 000 × g pendant 60 min, et les surnageants résultants ont été filtrés à travers des membranes de polyéthersulfone de 0, 22 μm, puis chargés sur une colonne Ni Sepharose 6 FF (GE Healthcare, Chicago, IL) pour une purification par affinité. La procédure typique de liaison-lavage-élution a ensuite été utilisée pour obtenir les protéines cibles. La concentration en protéines dans les fractions a été déterminée par la méthode de Bradford et la pureté des protéines cibles a été examinée par SDS-PAGE.

Les activités de phosphorylation de la glucokinase et de la fructokinase sur différents substrats de sucre ont été mesurées en utilisant le dosage enzymatique pyruvate kinase/lactate déshydrogénase (PK/LDH) comme décrit précédemment avec des modifications53. En bref, 20 µL de la protéine purifiée ont été transférés dans une plaque de 96 puits, dans laquelle 210 µL d'un tampon de réaction (Tris-HCl 100 mM, pH 7,8, ATP 2,5 mM, MgCl2 4 mM, KCl 20 mM, NADP+ 0,3 mM, sucre spécifique 10 mM, PEP 1 mM, PK 1,4 U/mL, PK 2,8 U/m L LDH) a été ajouté, et l'absorbance à 340 nm a été mesurée toutes les 15 s pendant 1 h dans l'obscurité. La pente de A510, qui diminuait avec le temps, a été calculée, et l'activité enzymatique spécifique de la glucokinase/fructokinase sur chaque sucre serait comparée aux activités sur le glucose/fructose pour obtenir les rapports relatifs.

Pour étudier de manière approfondie les séquences génomiques de la glucokinase des cyanobactéries, nous avons téléchargé toutes les séquences génomiques cyanobactériennes disponibles et leur annotation à partir de la base de données d'assemblage NCBI à l'aide des outils de jeux de données NCBI. Un total de 986 génomes de cyanobactéries sans redondance au niveau de référence ont été utilisés pour construire la base de données génomique. La base de données du génome a été examinée à l'aide de l'outil hmmsearch du package Hmmer (version 3.1b2)54, et des séquences potentielles de glucokinase de 947 génomes de cyanobactéries ont été récupérées pour montrer des correspondances significatives avec cette glucokinase HMM (PF02685) avec des valeurs E <1–50 (données supplémentaires 5).

Les cellules de Synechococcus ont été récoltées et remises en suspension avec 17 ml de BG11 frais jusqu'à la DO730 initiale d'environ 2,0. Les taux de respiration ont été mesurés dans l'obscurité pendant 200 s à 30 ° C et les taux d'évolution de l'oxygène photosynthétique de la chaîne entière ont été mesurés pendant 160 s à chaque niveau de lumière (source de lumière RVB) avec l'instrument photosynthétique YZQ-201A (Yizongqi Technology Co., Ltd, Chine) en présence de 10 mM de NaHCO3. Les taux d'évolution de l'oxygène photosynthétique total ont été calculés comme le taux photosynthétique net plus le taux de respiration.

De plus amples informations sur la conception de la recherche sont disponibles dans le résumé des rapports sur le portefeuille Nature lié à cet article.

Les ensembles de données de séquençage du génome entier et de séquençage du transcriptome rapportés dans cet article sont disponibles via l'accession NCBI BioProject PRJNA740138. Toutes les données brutes pour l'analyse métabolomique non ciblée ont été déposées dans CNGB Sequence Archive (CNSA)55 de China National GeneBank DataBase (CNGBdb)56 avec le numéro d'accès CNP0004406. Les métabolites identifiés ont été recherchés dans la base de données Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes [https://www.kegg.jp/kegg/kegg2.html]. L'identification des composés à partir des spectres MS/MS a été réalisée avec une base de données interne générée à partir des normes authentiques disponibles. Les fichiers d'annotation du génome de référence et du modèle génétique de Synechococcus elongatus PCC 7942 et FACHB-805 ont été obtenus auprès de GenBank [https://ftp.ncbi.nlm.nih.gov/genomes/all/GCA/000/012/525/GCA_000012525.1_ASM1252v1/]. Les données sources sont fournies avec ce document.

Les fichiers de données d'entrée utilisés pour tous les scripts, les fichiers de sortie générés et le script pour l'analyse des séquences génomiques de la glucokinase des cyanobactéries sont disponibles sur GitHub [https://github.com/yudifeiluo/cyanobacteria],57.

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La recherche a été soutenue par le programme national clé de recherche et de développement de Chine (numéro de subvention 2021YFA0909700, à XL et GL), la Youth Innovation Promotion Association CAS (à GL), la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (numéro de subvention 32070084 à GL, 32270103 à GL, 32271484 à XL), le fonds de coopération DNL, ​​CAS (DNL202014, à GL) et le Bourse Shandong Taishan (vers XL et GL).

Ces auteurs ont contribué à parts égales : Shanshan Zhang, Jiahui Sun.

Key Laboratory of Biofuels, Qingdao Institute of Bioenergy and Bioprocess Technology, Chinese Academy of Sciences, No. 189 Songling Road, Qingdao, Shandong, 266101, Chine

Shanshan Zhang, Jiahui Sun, Dandan Feng, Huili Sun, Jinyu Cui, Xuexia Zeng, Yannan Wu, Guodong Luan et Xuefeng Lu

Institut de l'énergie du Shandong, n° 189 Songling Road, Qingdao, Shandong, 266101, Chine

Shanshan Zhang, Jiahui Sun, Dandan Feng, Huili Sun, Jinyu Cui, Xuexia Zeng, Yannan Wu, Guodong Luan et Xuefeng Lu

Qingdao New Energy Shandong Laboratory, Qingdao, Shandong, 266101, Chine

Shanshan Zhang, Jiahui Sun, Dandan Feng, Huili Sun, Jinyu Cui, Xuexia Zeng, Yannan Wu, Guodong Luan et Xuefeng Lu

Collège des sciences de la vie, Université de l'Académie chinoise des sciences, 100049, Pékin, Chine

Shanshan Zhang, Jiahui Sun, Huili Sun, Guodong Luan et Xuefeng Lu

Laboratoire national de Dalian pour l'énergie propre, Dalian, Liaoning, 116023, Chine

Guodong Luan et Xuefeng Lu

Laboratoire de biologie marine et de biotechnologie, Laboratoire national de Qingdao pour les sciences et technologies marines, Qingdao, Shandong, 266237, Chine

Xuefeng Lu

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GL et XL ont conçu la recherche ; SZ, JS, DF, XZ, YW, HS, JC et GL ont effectué la recherche ; SZ, JS, GL et XL ont analysé les données ; et SZ, JS, GL et XL ont rédigé le manuscrit.

Correspondance à Guodong Luan ou Xuefeng Lu.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Nature Communications remercie Elton Hudson, Jianping Yu et les autres examinateurs anonymes pour leur contribution à l'examen par les pairs de ce travail. Un dossier d'examen par les pairs est disponible.

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Réimpressions et autorisations

Zhang, S., Sun, J., Feng, D. et al. Libérer les potentiels de la photosynthèse des cyanobactéries pour convertir directement le dioxyde de carbone en glucose. Nat Commun 14, 3425 (2023). https://doi.org/10.1038/s41467-023-39222-w

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Reçu : 07 février 2023

Accepté : 02 juin 2023

Publié: 09 juin 2023

DOI : https://doi.org/10.1038/s41467-023-39222-w

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