Modification de surface de nanofibres de polycaprolactone par hydrolyse et aminolyse : une étude comparative sur les caractéristiques structurelles, les propriétés mécaniques et les performances cellulaires

Rapports scientifiques volume 13, Numéro d'article : 9434 (2023) Citer cet article

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L'hydrolyse et l'aminolyse sont deux principales méthodes chimiques couramment utilisées pour la modification de surface des échafaudages d'ingénierie tissulaire hydrophobe. Le type de réactifs chimiques ainsi que la concentration et le temps de traitement sont les principaux facteurs qui déterminent les effets de ces méthodes sur les biomatériaux. Dans la présente étude, des nanofibres de poly (ℇ-caprolactone) (PCL) électrofilées ont été modifiées par hydrolyse et aminolyse. Les solutions chimiques appliquées pour l'hydrolyse et l'aminolyse étaient NaOH (0,5–2 M) et hexaméthylènediamine/isopropanol (HMD/IPA, 0,5–2 M) en conséquence. Trois points de temps d'incubation distincts ont été prédéterminés pour les traitements d'hydrolyse et d'aminolyse. Selon les résultats de la microscopie électronique à balayage, des changements morphologiques sont apparus uniquement dans les concentrations plus élevées de solution d'hydrolyse (1 M et 2 M) et la durée de traitement prolongée (6 et 12 h). En revanche, les traitements d'aminolyse ont induit de légers changements dans les caractéristiques morphologiques des nanofibres PCL électrofilées. Même si l'hydrophilie de surface des nanofibres PCL a été sensiblement améliorée par les deux méthodes, l'influence résultante de l'hydrolyse était comparativement plus considérable. En règle générale, l'hydrolyse et l'aminolyse ont entraîné une baisse modérée des performances mécaniques des échantillons de PCL. L'analyse par spectroscopie à dispersion d'énergie a indiqué des changements élémentaires après les traitements d'hydrolyse et d'aminolyse. Cependant, les résultats de la diffraction des rayons X, de l'analyse thermogravimétrique et de la spectroscopie infrarouge n'ont pas montré d'altérations notables après les traitements. Les cellules fibroblastiques étaient bien réparties et présentaient une forme en fuseau sur les deux groupes traités. En outre, selon le dosage du bromure de 3-(4,5-diméthylthiazol-2-yl)-2,5-diphényltétrazolium (MTT), les procédures de traitement de surface ont amélioré les propriétés prolifératives des nanofibres PCL. Ces découvertes montrent que les échantillons nanofibreux de PCL modifiés par des traitements d'hydrolyse et d'aminolyse peuvent être considérés comme des candidats potentiellement favorables pour les applications d'ingénierie tissulaire.

L'ingénierie tissulaire est une approche interdisciplinaire qui vise à améliorer la réparation et/ou la régénération des tissus lésés en appliquant une combinaison d'échafaudages, de cellules et d'agents physicochimiques et biochimiques appropriés. Parmi ces facteurs, les échafaudages jouent un rôle crucial dans le processus de régénération en fournissant un substrat potentiellement approprié pour que les cellules adhèrent, prolifèrent, se différencient, migrent et suscitent les fonctions souhaitées1,2.

L'émergence des nanomatériaux a révolutionné les approches d'ingénierie tissulaire grâce à leurs capacités inhérentes à développer des échafaudages plus souhaitables. Les nanostructures sont des matériaux innovants avec des caractéristiques précisément adaptées qui sont applicables comme échafaudages et véhicules d'administration de médicaments dans les applications d'ingénierie tissulaire. Ces dernières années, un large éventail de nanostructures ont été développées et évaluées pour des applications d'ingénierie tissulaire3,4,5. Parmi eux, les nanofibres électrofilées ont été remarquées sans précédent en raison de certaines propriétés uniques, telles que le rapport surface / volume élevé, le mimétisme de la matrice extracellulaire native (ECM) et le potentiel d'être fabriqués à partir d'un large éventail de matériaux naturels, synthétiques et polymères semi-synthétiques de différentes géométries, morphologies et architectures6,7,8,9. De plus, ils peuvent être chargés, incorporés et fonctionnalisés par des médicaments et une grande variété d'agents thérapeutiques pendant ou après le processus de fabrication10,11,12,13,14.

Les échafaudages nanofibreux acquis à partir des sources de polymères naturels ont montré une biocompatibilité prometteuse, un taux de biodégradation rapide et des interactions favorables avec les cellules. Cependant, ces structures souffrent généralement de la variation d'un lot à l'autre du polymère source ainsi que des mauvaises propriétés mécaniques de l'échafaudage résultant15,16. Alternativement, les nanofibres de certains polymères synthétiques (polyesters), tels que l'acide polyglycolique (PGA), l'acide polylactique (PLA) et le poly (ε-caprolactone) (PCL) peuvent être des candidats bénéfiques à des fins d'ingénierie tissulaire. Par exemple, les nanofibres obtenues à partir de PCL, en tant que polyester linéaire semi-cristallin, ont un grand potentiel pour représenter les performances mécaniques souhaitables ainsi que le bon comportement de biocompatibilité et de biodégradation17,18.

Cependant, la nature hydrophobe et le mauvais profil d'attachement cellulaire des nanofibres PCL sont les principaux inconvénients qui entravent sérieusement l'application des échafaudages nanofibreux PCL dans le domaine de l'ingénierie tissulaire. Il est clairement connu qu'une mauvaise mouillabilité de surface des matériaux nanofibreux non seulement diminue leur bioactivité mais peut également induire des effets cytotoxiques19. En conséquence, les nanofibres PCL ne sont pas capables d'être un échafaudage idéal à moins que leur mouillabilité de surface ne soit modifiée. Heureusement, ces problèmes peuvent être largement résolus en appliquant certaines approches distinctes telles que le mélange ou le co-électrofilage avec les agents bioactifs ou les polymères naturels, la polymérisation par greffage de surface, le traitement au plasma et les méthodes de modification chimique par voie humide20,21,22,23,24.

Le mélange ou le co-électrofilage avec des polymères naturels est une technique largement utilisée pour la modification des échafaudages nanofibreux à base de PCL. Cependant, il existe des préoccupations majeures concernant l'immiscibilité des polymères naturels et synthétiques dans les solvants de routine ainsi que l'inactivation potentielle des agents bioactifs pendant le processus de mélange6,25,26. En outre, certains des solvants les plus utilisés dans cette approche sont connus sous le nom de matières biologiquement dangereuses27.

La polymérisation par greffage de surface d'agents bioactifs est une approche bien connue pour modifier la surface des nanofibres PCL ainsi que l'induction de multifonctionnalités à la membrane nanofibreuse. Cependant, la prospérité de cette méthode dépend étroitement de la disponibilité de groupes fonctionnels de surface denses et orientés sur les nanofibres PCL pour interagir avec les agents bioactifs. Par conséquent, cette approche doit être réalisée en utilisant des techniques efficaces de conjugaison/polymérisation de surface qui ne sont pas facilement réalisables28,29.

Le traitement plasma est également une approche reconnue basée sur un procédé gazeux à basse pression pour activer la surface des nanofibres PCL. Dans cette technique, divers gaz d'alimentation, tels que l'oxygène, l'argon, l'azote et le dioxyde de carbone peuvent être appliqués pour introduire des groupes acide carboxylique, amine et hydroxyle sur les nanofibres PCL de surface. Les groupes fonctionnels de surface introduits peuvent modifier certaines propriétés des nanofibres PCL en activant leurs surfaces30,31. Cependant, comme lacune majeure, cette technique de modification n'induit qu'une activation superficielle des tapis nanofibreux et la masse de l'échantillon n'est pas modifiée efficacement32.

La modification chimique par voie humide est une approche facile, simple et efficace pour la modification de surface des nanofibres PCL. Les groupes ester (–COO–) dans la microstructure des nanofibres PCL peuvent être facilement hydrolysés en groupes hydroxyle et acide carboxylique par un traitement alcalin. Il a été prouvé que cette modification peut remarquablement améliorer la mouillabilité de surface ainsi que le comportement cellulaire des tapis nanofibreux PCL. Pour illustrer, Chen et al. a fait une amélioration évidente dans la propagation et la fixation des cellules fibroblastes 3T3 cultivées sur des nanofibres PCL modifiées en surface. Ces nanofibres de PCL qui avaient été traitées par une solution de NaOH 5 M pendant 3 h ont montré une mouillabilité de surface très améliorée7. Dans une autre étude, Park et al.33 ont représenté que les ostéoblastes ont une fixation et une prolifération cellulaires significativement meilleures sur les nanofibres PCL traitées (NaOH 1N pendant 1 h) par rapport aux nanofibres PCL vierges.

De plus, des groupes amino actifs peuvent être introduits sur les nanofibres PCL par des réactions d'aminolyse utilisant les composés diamines. Dans ce processus, un groupe amino réagit avec le groupe ester de PCL pour former -CONH- (une liaison covalente), tandis que l'autre groupe amino du composé pend à la surface de la nanofibre PCL. Les groupes amino tels que générés agissent comme un lieur et accélèrent un site de fixation pour les biomolécules et d'autres agents bioactifs sur la surface des nanofibres PCL. Cette capacité peut fournir des avantages précieux pour la membrane nanofibreuse PCL, comme l'amélioration de l'hydrophilie et de la capacité d'absorption d'eau. De plus, les échantillons de PCL aminolysés pourraient avoir une biocompatibilité supérieure grâce aux sous-produits acides neutralisés générés lors de la dégradation et des sites actifs plus accessibles pour la bioconjugaison des molécules biologiques et l'ancrage des cellules34.

Dans la présente étude, une gamme d'échantillons hydrolysés et aminolysés ont été préparés et les effets potentiels de l'hydrolyse et de l'aminolyse sur la compatibilité physique, mécanique et cellulaire des nanofibres électrofilées PCL ont été étudiés de manière comparative. La figure 1 illustre un schéma sur le mécanisme moléculaire des traitements chimiques appliqués dans cette étude35,36,37,38. La concentration des agents réactifs et le temps de réaction ont varié pour comparer les effets modificateurs des conditions de traitement sur les nanofibres PCL. À cette fin, le tapis nanofibreux de PCL pur et les représentants des échantillons traités ont été entièrement étudiés sous les aspects de comportement microstructural, mécanique et cellulaire.

Une illustration sur le mécanisme moléculaire des modifications de surface (traitements d'hydrolyse et d'aminolyse) pour les nanofibres de PCL.

Des micrographies électroniques à balayage à émission de champ des échantillons purs et modifiés ont été utilisées pour étudier les propriétés structurelles et morphologiques des échafaudages nanofibreux à base de PCL. Les micrographies obtenues des échantillons de PCL hydrolysés et aminolysés sont représentées sur les Fig. 2 et 3, en conséquence. Étant donné que l'échafaudage PCL électrofilé était la plate-forme de base pour la préparation des échantillons modifiés, ses traits morphologiques devaient être examinés avec précision. Comme prévu à partir d'un échafaudage correctement fabriqué, l'échantillon PCL dénote une structure poreuse tridimensionnelle organisée à partir de pores interconnectés hétérogènes. En général, le PCL avait une structure nanofibreuse sans billes avec des nanofibres lisses. Du point de vue structurel, les nanofibres non tissées et orientées de manière aléatoire peuvent être clairement distinguées dans la structure de l'échantillon de PCL. Selon les micrographies correspondantes (Fig. 2a), les nanofibres PCL indiquent une morphologie de surface souhaitable en ce qui concerne la structure lisse et uniforme. La porosité et la taille des pores de l'échantillon de PCL ont été examinées à l'aide du logiciel Image J pour une étude quantitative de la structure poreuse. La porosité et la taille moyenne des pores de l'échantillon de PCL se sont avérées être d'environ 43 ± 17% et 1512 ± 816 nm, respectivement. De plus, le diamètre moyen des fibres de l'échantillon de PCL a été calculé à 305 ± 148 nm, ce qui était cohérent avec les résultats des études précédentes39.

Images FESEM des échantillons de nanofibres PCL traités par différentes concentrations de solution de NaOH et à différents moments d'incubation (1, 6 et 12 h). (a) PCL vierge, (b) S1, (c) S2, (d) S3, (e) S4, (f) S5, (g) S6, (h) S7, (i) S8, (j) S9 . Les flèches rouges indiquent les défauts structurels et la rupture des nanofibres.

Images FESEM des échantillons de nanofibres PCL traités par différentes concentrations de solution HMD/IPA à différents moments d'incubation (1, 12 et 24 h). (a) PCL vierge, (b) S10, (c) S11, (d) S12, (e) S13, (f) S14, (g) S15, (h) S16, (i) S17 et (j) S18.

Dans le cas des échantillons hydrolysés, lorsque la concentration de la solution était maintenue constante à 0,5 M, les nanofibres de PCL n'ont subi aucun changement drastique de morphologie en prolongeant le temps de traitement (de 1 à 12 h). Plus précisément, non seulement la morphologie lisse et uniforme des nanofibres PCL a subi un changement considérable, mais également le diamètre moyen des fibres et le pourcentage de porosité sont restés relativement constants. Par exemple, pour l'échantillon S1, le diamètre moyen des fibres (314 ± 143 nm) et la porosité (41 ± 12 %) étaient proches des mesures obtenues pour l'échantillon PCL.

Pour NaOH 1 M, après 1 h de traitement, la structure nanofibreuse est restée intacte et sans défaut (échantillon S4). Cependant, en augmentant le temps d'incubation à 6 et 12 h (échantillons S5 et S6), une morphologie aplatie est apparue et les nanofibres voisines se sont spatialement tassées. Par exemple, le diamètre moyen résultant des nanofibres pour l'échantillon S6 a montré un changement évident de diamètre à 402 ± 276 nm, mais la porosité de cet échantillon (S6) a été trouvée très similaire à la PCL. Lorsque la concentration de NaOH a été augmentée à 2 M et que le temps de traitement était de 1 h (échantillon S7), aucun changement substantiel dans la structure nanofibreuse n'a été observé. Néanmoins, lorsque le temps d'immersion s'est progressivement étendu à 6 et 12 h (échantillons S8 et S9), d'énormes changements ont été observés à la surface des nanofibres hydrolysées. De plus, la structure uniforme et lisse des nanofibres a été modifiée en une structure dure et plus hétérogène. De plus, certains défauts structurels et ruptures de nanofibres ont été induits à la surface de PCL, comme indiqué sur les figures 2i et j, flèches rouges. Sur la base d'une enquête plus approfondie, la porosité des nanofibres dans le temps d'immersion le plus élevé (échantillon S9) a révélé une diminution drastique à 36 ± 18 %. De plus, le diamètre moyen des nanofibres dans l'échantillon S9 a été calculé à 381 ± 409 nm.

Dans l'ensemble, ces observations impliquent que lorsque le PCL est soumis à une durée prolongée de concentration plus élevée de solution d'hydrolyse, une érosion de surface des nanofibres et une modification ultérieure du diamètre des fibres peuvent se produire. Des études antérieures ont confirmé ces résultats. Dans une étude de Yew et al.23, des nanofibres PCL ont été exposées à différentes solutions d'hydrolyse alcaline pendant différentes durées. Ils ont constaté qu'une légère érosion et une surface plus rugueuse des fibres se produisaient lors d'une immersion prolongée dans des concentrations d'hydrolyse alcaline plus élevées. Par la suite, la diminution de l'épaisseur moyenne de la membrane des nanofibres PCL s'est produite afin de provoquer l'effet de pelage.

En ce qui concerne l'introduction de groupes amines sur la surface de la nanofibre PCL, l'aminolyse a été utilisée et l'effet de ce traitement sur la structure morphologique de l'échafaudage nanofibreux PCL a été étudié (Fig. 3). Les images SEM ont démontré de légers changements dans la morphologie des échafaudages après aminolyse. Il n'y avait pas de différence remarquable entre les échafaudages traités à diverses concentrations et moments. Dans tous les échantillons aminolysés, la surface lisse de l'échafaudage nanofibreux PCL s'est transformée en une surface semblable à une ride et est devenue partiellement rugueuse. De plus, les nanofibres aminolysées avaient tendance à former des nanofibres fusionnées. De plus, le diamètre des échantillons aminolysés a été légèrement augmenté par rapport au PCL vierge. Afin d'élucider, l'analyse de l'échantillon S18 a montré une augmentation du diamètre moyen, 350 ± 190 nm, cela était peut-être dû aux nanofibres fusionnées. De plus, la porosité de toutes les nanofibres PCL aminolysées a été diminuée et a atteint des valeurs comprises entre 24 ± 10 % et 37 ± 20 %. Ces données en comparaison avec Pristine-PCL (la porosité de 41 ± 12%) indiquent une densité fibreuse plus compacte.

Généralement, il est représenté sur la Fig. 3 que la surface des échantillons a partiellement changé, mais ces changements ne sont pas très sévères, comme dans la littérature précédente40. Une autre étude d'Amoures de Sousa et al.41 a confirmé qu'il n'y avait pas d'altération de la morphologie des nanofibres PCL après le processus d'aminolyse. Dans une autre étude, Krithica et al., ont utilisé 10 % de HMD/IPA pendant 12 h à 37 °C pour introduire des groupes contenant de l'azote sur les nanofibres. Ils rapportent que le traitement n'induit aucun effet indésirable sur la morphologie des nanofibres42.

Le travail actuel a été utilisé pour évaluer l'effet de deux types de traitement chimique humide (aminolyse et hydrolyse) sur les propriétés de l'échafaudage PCL. Nos résultats à partir de micrographies SEM d'échantillons fonctionnalisés ont considéré que les deux traitements chimiques avaient modifié la structure morphologique de la PCL. Comme discuté ci-dessus, la solution d'aminolyse avec diverses concentrations et durées a eu un effet partiel similaire sur l'échantillon de PCL. Au contraire, ces changements pour l'échantillon hydrolysé ont été attribués à la concentration de la solution de traitement et à la durée. En bref, la morphologie de la PCL avait plus de changements par trempage dans une solution d'hydrolyse alcaline par rapport à la solution d'aminolyse.

En tant que critère important pour l'évaluation des traitements d'hydrolyse et d'aminolyse, la mouillabilité de surface des tapis nanofibreux PCL traités a été étudiée et comparée à la PCL vierge. À cet égard, l'analyse de l'angle de contact avec l'eau (WCA) à un moment précis (sec 5) a été appliquée pour effectuer une comparaison quantitative (Fig. 4A et B). Le WCA pour l'échantillon nanofibreux de PCL vierge a été mesuré à 135,09 ° ± 2,44 °, ce qui était une indication évidente de sa nature hydrophobe. Il a déjà été prouvé que, pour obtenir un comportement cellulaire prometteur, l'hydrophobicité de l'échantillon de PCL doit être améliorée à un niveau optimal43. Principalement, un taux équilibré d'hydrophilie sur la surface offre un grand potentiel dans le développement de plusieurs sites d'ancrage pour l'adhésion initiale des cellules. Une bonne adhésion cellulaire initiale peut entraîner une colonisation cellulaire supérieure à la surface de l'échafaudage, ce qui le rend plus compatible pour la propagation, l'infiltration et la prolifération d'une variété de cellules44.

Valeurs d'angle de contact avec l'eau des échantillons de nanofibres PCL hydrolysés (A) et des échantillons de nanofibres PCL aminolysés (B).

En règle générale, l'hydrophilie de surface de la membrane nanofibreuse PCL a été améliorée après les traitements chimiques humides. De toute évidence, en augmentant la concentration des solutions de traitement et en prolongeant le temps d'incubation, la mouillabilité de surface de l'échantillon de PCL s'est améliorée dans les procédures d'hydrolyse et d'aminolyse. Cependant, le montant de cette amélioration était relativement différent. Plus précisément, les conditions d'hydrolyse extrêmes ont entraîné une diminution plus intense de la WCA de PCL par rapport aux échantillons extrêmement aminolysés. Il était clairement distinguable dans le cas des échantillons S9 et S18 qui avaient respectivement 57,56° ± 5,61 et 110,41° ± 0,68 WCA.

Le cas est que l'induction de groupes fonctionnels de surface actifs (–OH, –COOH, –NH2) peut augmenter considérablement l'hydrophilie des nanofibres. Sans oublier que la surface hautement fonctionnalisée a une capacité supérieure d'absorption et de rétention des molécules d'eau. De plus, une amélioration considérable de l'hydrophilie des nanofibres hydrolysées par rapport aux nanofibres aminolysées pourrait être attribuée à la réaction de clivage plus élevée qui se termine dans une plus grande mesure pour les groupes hydroxyle et carboxyle. Les résultats globaux ont confirmé que les méthodes de traitement amélioraient efficacement la mouillabilité des échantillons, ce qui est conforme à certaines études précédentes33,45,46,47.

Un échafaudage nanofibreux idéal devrait avoir des propriétés mécaniques souhaitables pour une application dans des applications d'ingénierie tissulaire48. À partir de là, il était crucial d'évaluer le comportement mécanique des échafaudages PCL. À cette fin, des échantillons de nanofibres à base de PCL ont été soumis à une méthode d'évaluation basée sur des essais de traction uniaxiale jusqu'à la rupture de la structure. La résistance à la traction ultime (UTS), le module de Young et l'allongement à la contrainte maximale ont été mesurés à partir des courbes contrainte-déformation obtenues pour tous les échantillons. Pour simplifier les comparaisons et désigner une tendance analysable, seuls les échantillons choisis pour l'hydrolyse (S1, S5, S9) et l'aminolyse (S10, S14, S18) sont représentés et discutés plus en détail. Les résultats pour les échantillons optés sont résumés à la Fig. 5 et les résultats pour les autres échantillons sont représentés dans les données supplémentaires. Il convient de mentionner que les variations dans les résultats des réplications pour chaque échantillon étaient inévitables. Cela pourrait être attribué aux légers changements inévitables dans le processus d'électrofilage ainsi qu'aux erreurs délicates dans la procédure de test mécanique. En conséquence, afin de minimiser l'impact de ces facteurs, le processus de fabrication et la procédure de test ont été essayés pour être supervisés strictement afin de réduire les erreurs potentielles. De plus, les données obtenues à partir des réplications de chaque échantillon ont été moyennées lorsque celles déviées ont été omises.

Courbes de contrainte-déformation et tableau des paramètres mécaniques correspondants pour les échantillons nanofibreux PCL hydrolysés (A) et les échantillons nanofibreux aminolysés (B). * Indique une différence statistiquement significative par rapport à l'échantillon PCL (p < 0,05).

En règle générale, la concentration plus faible de la solution de traitement NaOH ainsi que le temps d'incubation plus court n'ont pas d'impact significatif sur les performances mécaniques de l'échantillon nanofibreux PCL (S1). Au contraire, en augmentant la concentration de la solution de traitement et le temps d'incubation (S5 et S9), les paramètres mécaniques sont influencés de manière significative. Pour illustrer, la résistance à la traction du PCL vierge (2,73 ± 0,16 MPa) a diminué de manière significative à 2,07 ± 0,18 et 1,75 ± 0,17 MPa pour les échantillons S5 et S9, respectivement (p < 0,05). La même tendance a été observée pour le module de Young lorsque le PCL vierge a connu une baisse significative de 2, 04 ± 0, 11 MPa à 1, 36 ± 0, 11 et 1, 32 ± 0, 07 MPa pour les échantillons S5 et S9 en conséquence. Cependant, en termes de pourcentage de déformation, une variation significative par rapport au PCL (94 ± 10 %) a été simplement détectée dans la courbe S9 (70,6 ± 9 %).

Les variations mentionnées ci-dessus dans le comportement mécanique des échantillons peuvent être largement justifiées par les changements développés dans leurs propriétés structurelles qui peuvent être vus dans les micrographies SEM. Par exemple, le fait que la structure de l'échantillon S1 ait été principalement préservée par rapport à la PCL vierge peut être la principale raison pour laquelle aucun changement significatif n'a été apporté aux propriétés mécaniques de cet échantillon. Cependant, dans le cas de l'échantillon S5, les nanofibres PCL ont subi un certain aplatissement, un tassement avec les nanofibres voisines et des ruptures dans leur structure, ce qui peut entraîner une diminution légère mais significative de la stabilité mécanique. De même, les performances mécaniques de l'échantillon S9 avaient été influencées négativement par les énormes changements dans les propriétés structurelles du réseau nanofibreux PCL. Dans ce cas, les dommages de charge à la surface des nanofibres PCL ainsi que les perturbations claires à travers la structure nanofibreuse interconnectée de l'échantillon ont contribué à l'affaiblissement indéniable du comportement mécanique. Il convient de noter que les résultats mécaniques obtenus pour les échantillons hydrolysés étaient largement en accord avec les résultats de l'étude de Sonthaya Chaiarwut et al.48.

La figure 5B montre l'effet de diverses conditions d'aminolyse sur les propriétés mécaniques d'échantillons nanofibreux à base de PCL. Les données quantitatives pour les échantillons PCL, S10, S14 et S18 ont été obtenues à partir des courbes contrainte-déformation correspondantes. En général, les échantillons aminolysés avaient une résistance à la traction relativement inférieure à celle du PCL. En termes de module de Young, une nette tendance à la baisse, de 2,04 ± 0,11 MPa pour le PCL vierge à 0,93 ± 0,18 MPa pour le S18, a pu être détectée. Les variations du module de Young des échantillons étaient statistiquement significatives par rapport au PCL. Néanmoins, l'allongement des échantillons à base de PCL aminolysés a augmenté à 126 ± 9, 117 ± 9 et 109 ± 10 % pour S10, S14 et S18 respectivement. Comme prévu, la rigidité était évidemment réduite lorsque les échantillons à base de PCL étaient modifiés par les conditions d'aminolyse qui pouvaient être attribuées par des changements notables dans l'orientation des nanofibres PCL aléatoires vers un réseau plus ordonné. Cela pourrait être le facteur contribuant à l'amélioration de l'élasticité ainsi qu'à la réduction de la résistance à la traction (déformation) dans les échantillons aminolysés. Dans le cas d'une diminution remarquable du module de Young des échantillons, on suppose que les traitements d'aminolyse peuvent potentiellement affecter la structure du réseau nanofibreux PCL à un niveau plus profond par rapport à l'hydrolyse. Dans une étude précédente de Zhu et al.34, une solution de traitement HMD/IPA a été utilisée pour l'aminolyse de la membrane PCL afin d'introduire des groupes NH2 libres comme sites actifs pour conjuguer la gélatine, le chitosane ou le collagène. Ils ont réalisé que la réaction d'aminolyse pouvait pénétrer jusqu'à 50 µm de la membrane ; en conséquence, le module de Young des échantillons a été remarquablement diminué. Dans une autre étude, Toledo et al.49 ont montré que la diminution du module de Young dans les échantillons nanofibreux de PCL est inévitable après un traitement d'aminolyse par des diamines. De plus, ils ont découvert que l'aminolyse par HMD avait des effets plus drastiques sur le module de Young que sur les autres diamines.

Une analyse par spectrométrie infrarouge à transformée de Fourier à réflectance totale atténuée (ATR – FTIR) a été réalisée pour identifier les groupes fonctionnels soumis sur les échantillons modifiés par hydrolyse et aminolyse. La figure 6 illustre les résultats des échantillons purs et modifiés. En bref, lors du traitement d'hydrolyse, les ions hydroxyde, formés par la dissolution du composé NaOH dans l'eau, attaquent le groupe carbonyle du PCL. Suite à cela, les groupes terminaux hydroxyle et carboxyle comme indiqué sur la figure 1 sont formés50,51. De plus, dans une réaction similaire d'aminolyse, une molécule de diamine rompt la liaison ester dans la PCL et s'y fixe, entraînant la formation de groupes amide et hydroxyle50,51,52. Dans le cas de PCL, toutes les vibrations de flexion et d'étirement correspondent bien aux valeurs rapportées ; en conséquence, les pics caractéristiques sont situés à 1720 cm-1 et 2943 cm-1, attribués respectivement aux groupes carbonyle (C=O) et C–H. Bien que l'apparition d'un pic d'amide II (–NH) à 1560 cm−1 et d'un pic d'hydroxyle (− OH) vers 3200 cm−1 pour les échantillons aminolysés et d'un groupe hydroxyle vers 3200 cm−1 pour les échantillons hydrolysés était attendue, aucun changement dans les spectres a été observé par rapport au PCL pur39,49,53,54. Cela peut être dû à la quantité insuffisante de groupes fonctionnels amide et hydroyle à détecter par l'instrument ATR-FTIR (profondeur ~ 1–2 µm)49,53,55.

Spectres FTIR des représentants des échantillons nanofibreux PCL hydrolysés (A) et des échantillons nanofibreux aminolysés (B).

L'analyse thermique a été réalisée pour évaluer la stabilité thermique et le comportement de décomposition du PCL et des nanofibres modifiées. Les figures 7A à C indiquent les résultats de TGA et DTGA de PCL en tant qu'échantillon décent, les échantillons S5 et S18 en tant qu'échantillons sonores. En général, il est un fait connu que la PCL consiste en une décomposition en une seule étape avec une température de décomposition maximale (Tmax) d'environ 400 °C. Comme on peut le voir sur la figure, tous les échantillons (PCL, S5 et S18) ont indiqué une décomposition en une seule étape avec une perte de poids initiale de 1 à 5 % qui peut être attribuée à l'élimination de l'humidité résiduelle. De plus, tous les échantillons ont commencé à se décomposer autour de 360 ​​° C en raison de la pyrolyse des chaînes de polyester et ont continué jusqu'à la décroissance maximale à Tmax de 397 ° C, 394 ° C et 407 ° C qui appartient aux échantillons PCL, S5 et S18 dans commande. Selon ces résultats, les modifications de surface n'ont pas détérioré le comportement thermique des échantillons, ce qui fait suite à des études antérieures53,56.

(A) thermogrammes TGA, (B) thermogrammes DTGA, (C) tableau des paramètres de décomposition et (D) modèle XRD de PCL, PCL hydrolysé (S5) et PCL aminolysé (S18).

La nature cristalline des échantillons PCL, S5 et S18 a été étudiée à l'aide d'une analyse XRD, et les résultats sont présentés sur la figure 7D. Dans l'ensemble, la cristallinité de PCL est reconnue par deux pics diffractifs qui sont liés aux plans (110) et (200) de la structure cristalline orthorhombique de PCL qui ont pu être observés aux angles de Bragg de 2θ = 23,6° et 21,3°57 ,58. Selon le graphique XRD, le traitement d'hydrolyse et d'aminolyse n'affecte pas la structure semi-cristalline de PCL. Ce résultat est en accord avec la littérature antérieure59.

Les résultats XRD ainsi que les résultats TGA et FTIR impliquent que l'hydrolyse et l'aminolyse n'affectent pas la majeure partie des nanofibres PCL. Les résultats XRD, TGA et FTIR du PCL hydrolysé et aminolysé n'ont montré aucune différence notable par rapport au PCL vierge. Par conséquent, les changements de morphologie, de propriétés mécaniques et d'hydrophilie des nanofibres sont le résultat d'une modification de surface.

La spectroscopie de rayons X à dispersion d'énergie (EDAX) a été utilisée pour déterminer la quantité d'éléments sur le PCL et les échantillons modifiés. Dans cette analyse, les compositions élémentaires comprenant le carbone (C), l'oxygène (O) et l'azote (N) ont été mesurées et présentées dans le tableau 1. Le PCL contient une certaine quantité d'éléments qui peuvent être modifiés dans diverses conditions. Par conséquent, le traitement d'hydrolyse et d'aminolyse pourrait modifier le type et la quantité d'éléments à la surface du PCL. Comme le montre le tableau 1, en augmentant la durée du traitement et la concentration des solutions d'hydrolyse et d'aminolyse, on observe une tendance décroissante du pourcentage de C et une tendance ascendante du pourcentage d'O. Ceux-ci pourraient prouver la formation de groupes fonctionnels à la surface de la nanofibre PCL. De plus, après aminolyse, la quantité de N a augmenté en raison de la liaison amide à la surface du PCL37,60.

La viabilité des cellules de fibroblastes L929 sur les nanofibres PCL fabriquées a été évaluée à l'aide du test MTT et le diagramme à barres de viabilité est illustré à la Fig. 8. En conséquence, les cellules L929 ont été cultivées sur le PCL et des échantillons modifiés pour étudier la cytocompatibilité et la cytotoxicité. Les résultats obtenus ont indiqué que la prolifération des cellules sur la nanofibre PCL était inférieure à celle du groupe témoin (plaque de culture cellulaire) à chaque instant (1, 3 et 5 jours). Il convient de noter que la viabilité du groupe témoin a été considérée comme étant de 100 % et que les groupes de traitement ont été comparés à celui-ci. D'autre part, les traitements de surface ont induit des effets prolifératifs et rendu les nanofibres PCL plus favorables à la prolifération cellulaire. En comparaison avec PCL, les échantillons S5, S9, S14 et S18 ont montré une viabilité cellulaire significativement plus élevée à tous les temps de culture (p < 0,05). Il n'y avait pas de différence significative entre les échantillons S5, S9, S14 et S18 à chaque instant. Ces résultats impliquent qu'une hydrolyse et une aminolyse modérées (échantillons S5 et S14, respectivement) sont suffisantes pour améliorer la viabilité et la prolifération cellulaires sur l'échafaudage nanofibreux PCL. L'augmentation de la concentration des solutions de traitement et de la durée du traitement n'a pas entraîné d'augmentation de la prolifération cellulaire.

(A) Micrographies SEM des fibroblastes L929 cultivés sur des échantillons nanofibreux à base de PCL ; (a) PCL, (b) S1, (c) S5, (d) S9, (e) S10, (f) S14, (g) S18. (B) Pourcentage de viabilité cellulaire (prolifération relative) des cellules L929 cultivées sur PCL vierge, échantillons hydrolysés (S1, S5, S9) et échantillons aminolysés (S10, S14, S18) après 1, 3 et 5 jours. *Indique une différence statistiquement significative par rapport à l'échantillon PCL (p < 0,05).

La prolifération cellulaire importante dans les échantillons modifiés pourrait être due aux groupes contenant de l'oxygène et amino à la surface des nanofibres lors du processus de modification61. La présence de groupes fonctionnels sur les nanofibres PCL a non seulement amélioré l'hydrophilie, mais a également fourni des sites actifs pour l'adsorption des biomolécules, la fixation cellulaire et, par la suite, la prolifération cellulaire améliorée. Le modèle de prolifération cellulaire observé est en accord avec des études antérieures. Zhu et al. ont rapporté que l'aminolyse des nanofibres PCL favorisait l'immobilisation des biomacromolécules et la prolifération cellulaire34. Dans une autre étude, Mattanavee et al. ont confirmé l'efficacité du groupe amine introduit dans l'immobilisation des biomolécules à la surface de l'échafaudage PCL62.

La microscopie électronique à balayage (SEM, TESCAN-Vega3, République tchèque) a été utilisée pour évaluer la morphologie des cellules fibroblastes adhérentes sur les nanofibres PCL. En règle générale, il existe une étroite corrélation entre l'hydrophilie et la forme des cellules adhérentes63. En plus de la mouillabilité de la surface, le type de cellules joue un rôle crucial dans la réponse aux échafaudages. Les fibroblastes L929 ont tendance à se propager sur une surface rugueuse plutôt que lisse64. Cependant, le diamètre uniforme de la nanofibre PCL préconise un échafaudage approprié pour la prolifération des cellules, mais la surface hydrophobe de la PCL n'est pas favorable à la fixation et à la propagation des cellules65. Par conséquent, le traitement chimique est un moyen efficace de préparer une surface hautement souhaitable pour l'interaction cellulaire en induisant des groupes fonctionnels de surface idéaux (–OH, –COOH, –NH2). Comme le montre la figure 8A, les cellules fibroblastes illustrent une forme sphérique sur le PCL, qui peut être due à la nature hydrophobe du PCL. En revanche, la morphologie des cellules sur les nanofibres PCL modifiées en surface était en forme de fuseau, ce qui indique que les cellules présentaient leur morphologie native sur les nanofibres modifiées. De plus, dans les traitements d'hydrolyse et d'aminolyse avec incrément de temps et de concentration, les cellules fibroblastiques se développent largement en raison de la présence de groupes plus fonctionnels. Ces observations indiquent que les deux traitements de surface ont favorisé la surface des nanofibres pour la fixation et l'adaptation des cellules, ce qui concorde avec les résultats SEM, WCA et EDAX.

Le test Live/Dead est une méthode d'analyse pour observer les cellules viables et mortes et leur morphologie partielle basée sur la technique de coloration fluorescente. Les figures 9, 10 et 11 présentent des cellules vivantes sur le PCL et des nanofibres modifiées à différents moments (1, 3 et 5 jours). Sur la base d'observations qualitatives et visuelles, la densité de cellules vivantes sur le PCL était indéniablement inférieure à celle des échantillons modifiés après 5 jours en raison de l'hydrophobicité du PCL. De plus, l'augmentation du nombre de cellules sur des échantillons modifiés concerne l'existence d'un grand nombre de groupes fonctionnels sur eux33,40. De plus, les cellules cultivées sur les nanofibres PCL traitées présentaient une morphologie en forme de fuseau et étendue correspondant aux images SEM. Dans l'ensemble, les effets bénéfiques des traitements chimiques l'emportent sur leurs effets néfastes.

Images de fluorescence des cellules de fibroblastes L929 cultivées sur les échantillons au jour 1 après la culture ; (a) PCL, (b) S1, (c) S5, (d) S9, (e) S10, (f) S14, (g) S18.

Images de fluorescence des cellules de fibroblastes L929 cultivées sur les échantillons au jour 3 après la culture ; (a) PCL, (b) S1, (c) S5, (d) S9, (e) S10, (f) S14, (g) S18.

Images de fluorescence des cellules de fibroblastes L929 cultivées sur les échantillons au jour 5 après la culture ; (a) PCL, (b) S1, (c) S5, (d) S9, (e) S10, (f) S14, (g) S18.

Dans l'étude actuelle, la modification de surface des nanofibres PCL par des procédures de traitement d'hydrolyse et d'aminolyse a été réalisée pour développer une meilleure plate-forme pour les applications d'ingénierie tissulaire. Pour mieux comprendre l'influence des traitements chimiques, l'échantillon de PCL vierge et les échantillons modifiés en surface ont été soigneusement caractérisés et comparés. Selon les résultats de la caractérisation, l'aminolyse et l'hydrolyse modifient principalement les propriétés de surface des nanofibres PCL sans aucun effet négatif sur leurs propriétés en vrac. Plus précisément, dans les cas graves, les traitements chimiques ont entraîné des modifications morphologiques mineures et une diminution modérée des performances mécaniques. Cependant, une augmentation tangible de l'hydrophilie des tapis nanofibreux PCL était perceptible dans la plupart des échantillons. De toute évidence, une concentration plus élevée de solution d'hydrolyse et un temps d'incubation plus long conduisent à une meilleure amélioration de l'hydrophilie au prix d'un affaiblissement relatif du volume. Cependant, cette tendance était moins sensible pour les échantillons aminolysés. Néanmoins, les caractéristiques microstructurales et les performances mécaniques des échantillons choisis étaient acceptables pour certaines applications d'ingénierie tissulaire.

Les résultats obtenus à partir d'études in vitro ont indiqué que les modifications de surface des nanofibres PCL non seulement induisent un effet cytotoxique, mais fournissent également une surface idéale pour la fixation, la propagation et la prolifération des cellules. Les cellules L929 cultivées présentaient principalement leur morphologie fibroblastique native sur les échantillons traités ayant de multiples sites d'interaction avec les nanofibres PCL hydrolysées et aminolysées. Selon ces découvertes, les membranes nanofibreuses PCL hydrolysées et aminolysées, dans des conditions particulières, pourraient servir de candidats potentiels pour les échafaudages d'ingénierie tissulaire.

PCL (Mw = 80 000 g mol-1), NaOH et NaCl ont été achetés chez Sigma-Aldrich (St. Louis MO, USA). Le chloroforme, le N, N-diméthylformamide (DMF), le diméthylsulfoxyde (DMSO) et l'isopropanol ont été achetés chez Merck (Darmstadt, Allemagne). La poudre de MTT a été acquise auprès de Sigma Aldrich (Darmstadt, Allemagne). Le milieu de culture cellulaire DMEM/F-12, le sérum bovin fœtal (FBS), la pénicilline-streptomycine (Pen-Strep) et la trypsine-EDTA ont été obtenus auprès de Gibco (Thermo Fisher Scientific, Dreieich, Allemagne).

Les nanofibres PCL ont été fabriquées à l'aide d'un appareil d'électrofilage commercial (Fanavaran Nano Meghyas Ltd., Co., Téhéran, Iran). Une quantité appropriée de PCL a été dissoute dans un mélange solvant de DMF/chloroforme (50/50) pour obtenir la concentration finale de 14 % en poids. La solution polymère a été agitée sur un agitateur magnétique pendant 16 h pour obtenir une solution claire et homogène. La solution obtenue a été chargée dans une seringue de 5 ml équipée d'une aiguille émoussée de calibre 20. Le taux d'alimentation, la tension appliquée et la distance buse-collecteur ont été fixés à 1,5 ml/h, 10 kV et 140 mm respectivement pour collecter le tapis nanofibreux sur le collecteur recouvert de papier d'aluminium. Les tapis PCL électrofilés obtenus ont été préparés pour les procédures de traitement de modification de surface et d'autres caractérisations, comme brièvement illustré à la Fig. 12.

Un aperçu du processus de fabrication, des procédures de traitement chimique, des caractérisations et des études in vitro.

Des procédures d'hydrolyse et d'aminolyse ont été réalisées pour introduire des groupes contenant de l'oxygène et amino à la surface des nanofibres PCL électrofilées. L'hydrolyse a été réalisée en utilisant une solution de NaOH aux concentrations de 0,5, 1 et 2 M et trois points de temps d'incubation ; 1, 6 et 12h. À chaque point de temps d'incubation, les échantillons traités ont été sortis de la solution de traitement, lavés plusieurs fois avec de l'eau déionisée (DI) et incubés dans de l'eau DI pendant une nuit pour éliminer le NaOH n'ayant pas réagi. Ensuite, les échantillons ont été séchés à température ambiante pendant 5 h, puis séchés pendant une nuit sous vide à 30 °C.

Le processus d'aminolyse a été réalisé à l'aide des solutions d'hexaméthylènediamine (HMD)/isopropanol (IPA) préparées à des concentrations de 0,5, 1 et 2 M. Les échantillons nanofibreux ont été immergés et incubés dans la solution d'aminolyse pendant 1, 12 et 24h à 37°C. Après avoir atteint le point de temps d'incubation, les échantillons ont été retirés de la solution de traitement, lavés à l'eau DI plusieurs fois et incubés dans de l'eau DI pendant une nuit pour éliminer le HMD restant de la surface. Ensuite, les échantillons ont été séchés à température ambiante pendant 5 h et placés dans un séchoir sous vide à 30 ° C pendant la nuit. Le tableau 2 représente un aperçu détaillé de la préparation des échantillons.

Les propriétés structurelles des tapis nanofibreux et la morphologie des nanofibres ont été évaluées à l'aide d'un microscope électronique à balayage à émission de champ QUANTA FEG 450 (FEI, USA). Afin de préparer les échantillons, les tapis ont été poinçonnés, recouverts par pulvérisation cathodique d'une fine couche (8 nm) d'or (DST3, Iran) et micrographiés à une tension d'accélération de 20 kV. Le diamètre des nanofibres PCL a été mesuré à l'aide du logiciel Image J (1,47v, National Institute of Health, États-Unis) et rapporté en faisant la moyenne d'au moins 100 nanofibres individuelles pour chaque échantillon.

Des analyses élémentaires des échantillons à base de PCL ont été effectuées par spectroscopie à rayons X à dispersion d'énergie (EDS). À cette fin, un spectroscope à rayons X à dispersion d'énergie Octane Elite (Gatan Inc., États-Unis) a été utilisé, qui a été couplé au dispositif FESEM. Les pourcentages relatifs de carbone (C), d'oxygène (O) et d'azote (N) ont été analysés dans tous les échantillons et rapportés dans le tableau 1.

La mouillabilité des échantillons à base de PCL tels que préparés a été étudiée à l'aide d'un dispositif de mesure de l'angle de contact statique (IRASOL/CA-500A, Iran) à température ambiante. Le processus d'absorption de la gouttelette d'eau a été enregistré par une caméra de cadrage capable de capturer des événements à grande vitesse. Ensuite, les mesures d'angle de contact entre les gouttelettes d'eau et la surface des échantillons ont été analysées à partir des images acquises (à la seconde 5) à l'aide du logiciel correspondant.

Les altérations potentielles des groupes fonctionnels de surface des échantillons ont été étudiées à l'aide d'un spectromètre infrarouge à transformée de Fourier à réflectance totale atténuée (ATR – FTIR) (Tensor II / Bruker, Allemagne). Les analyses ont été effectuées en utilisant le mode de transmission dans la gamme de nombres d'onde de 4000 à 400 cm-1 et par une résolution spectrale de 2 cm-1. Pour chaque échantillon, les données enregistrées ont été acquises à partir des 32 scans.

L'analyse thermogravimétrique (ATG) des échantillons a été réalisée à l'aide d'un analyseur thermogravimétrique Q600 (TA Instruments, USA). Environ 10 mg des échantillons ont été pesés et placés dans une casserole en aluminium pour être chauffés de 24 à 600 °C par la vitesse de chauffe de 10 °C min-1 sous atmosphère inerte (gaz Argon). Le logiciel Origin pro 9.1 (Originlab Corporation, Northampton, MA, USA) a été utilisé pour tracer les thermogrammes dérivés des échantillons.

La cristallinité des échantillons à base de PCL a été évaluée par la technique de diffraction des rayons X (DRX). Cette caractérisation a été réalisée à l'aide d'un instrument Xpert (Philips, Pays-Bas). Des rayonnements CuKα monochromatiques (λ = 1,54056 Å), générés dans la tension et le courant de 40 kV et 40 mA respectivement, ont été appliqués pour collecter les diffractogrammes avec un pas de 0,08° s−1 et une plage 2θ de 10°–80°.

Le comportement mécanique des échantillons de PCL électrofilés a été évalué à l'aide d'un dispositif d'essai de traction uniaxiale (Santam, Karaj, Iran). Avant le test, les tapis nanofibreux ont été découpés en bandes de forme rectangulaire de 40 mm × 10 mm et leurs épaisseurs ont été mesurées avec précision à l'aide d'un micromètre. Les éprouvettes telles que préparées ont été placées et fixées entre les côtés intérieurs des mors, recouvertes par les porte-éprouvettes, et étirées à la vitesse de traverse de 5 mm/min jusqu'à la défaillance mécanique. Le test a été effectué 5 fois pour chaque échantillon et les données ont été rapportées sous forme de moyenne ± SD.

La viabilité et la prolifération des cellules cultivées à la surface des échantillons à base de PCL ont été étudiées à l'aide des évaluations du test MTT (n = 5). Les tapis nanofibreux ont été découpés en morceaux sphériques (6 mm de diamètre), placés au fond d'une plaque à 96 puits, stérilisés à la lumière UV (pendant 30 min), lavés avec du PBS contenant un antibiotique (pH : 7,4) et du DMEM enrichi. / Milieu de culture cellulaire F12. Le nombre de cellules L929 cultivées sur les échantillons à base de PCL était de 2, 5 × 104, 1, 5 × 104 et 0, 5 × 104 pour les points de temps de 24, 72 et 120 h respectivement. En atteignant chaque point de temps, plusieurs étapes de lavage au PBS ont été effectuées en douceur, puis le milieu de culture surnageant a été remplacé par la solution de MTT (100 µl, 0,25 mg ml-1). La solution de MTT a été incubée sur les échantillons pendant 4 h à 37 °C et une atmosphère de 5,0 % de CO2. Ensuite, la solution de MTT a été retirée et remplacée par 100 µl de DMSO. La plaque a été enveloppée dans du papier d'aluminium tout en étant placée sur une machine à secouer pendant 20 minutes pour dissoudre les cristaux de formazan. Ensuite, un spectrophotomètre à microplaque (Epoch, USA) a été utilisé pour analyser l'intensité de l'absorbance à 570 nm.

La fixation, la propagation et la morphologie des cellules L929 cultivées sur les échantillons à base de PCL ont été étudiées à l'aide de tests d'adhésion cellulaire Live/Dead et SEM. Avant le test Live/Dead, cinq spécimens de chaque échantillon sélectionné ont été coupés en morceaux carrés (1 × 1 cm) et préparés pour l'étude. Plus précisément, les échantillons ont été stérilisés sous lumière UV (30 min), placés séparément au fond des puits de la plaque et lavés plusieurs fois avec du PBS contenant un antibiotique (pH : 7,4) ainsi qu'un milieu de culture cellulaire. Le test a été effectué à trois moments 24, 72 et 120 h. Après avoir atteint un certain temps, le milieu de culture cellulaire surnageant a été remplacé par le milieu de coloration fraîchement préparé, composé d'iodure de propidium (PI) et de diacétate de fluorescéine (FDA), et incubé pendant 10 min. Ensuite, les échantillons colorés ont été doucement lavés trois fois avec du PBS (pH : 7,4) et l'attachement, l'étalement et la morphologie des cellules ont été observés à l'aide d'un microscope à fluorescence inversé IX71 (Olympus, Japon). Les cellules colorées en vert et en rouge dans les micrographies étaient respectivement indicatives des cellules vivantes et mortes.

La morphologie d'étalement, les interactions cellule-nanofibre et l'infiltration potentielle des cellules L929 ont été étudiées par le test d'adhérence cellulaire SEM. Pour ce test, des échantillons choisis ont été préparés selon la méthode expliquée pour le test Live/Dead. Cependant, cette étude n'a été réalisée qu'au moment qui semblait optimal (72 h). En atteignant le point temporel, le milieu de culture surnageant a été retiré et les échantillons ont été doucement lavés avec du PBS (pH : 7,4) deux fois. Par la suite, les échantillons ont été incubés avec la solution de fixation (glutaraldéhyde 2,5 % dans du PBS) à 37 °C pendant 2 h. Le fixateur a ensuite été retiré et les échantillons ont été lavés trois fois avec du PBS (pH : 7,4) pour éliminer tout résidu résiduel de glutaraldéhyde. Les échantillons ont ensuite été déshydratés dans un gradient de solutions d'éthanol (30, 50, 70, 90 et 100%). Les échantillons préparés ont été recouverts par pulvérisation d'une fine couche d'or (8 nm) et étudiés en utilisant la microscopie à émission de champ à la tension d'accélération de 20 kV.

L'analyse factorielle unique de la variance (ANOVA) et les tests de comparaison multiple de Tukey du programme SPSS, v.23 (IBM, Armonk, NY, USA) ont été administrés pour évaluer la signification statistique des données. Les résultats ont été rapportés sous forme de moyenne ± écart type, et P < 0,05 a été considéré comme statistiquement significatif.

Les données à l'appui des conclusions de cette étude sont disponibles auprès de l'auteur correspondant, le Dr Esmaeil Mirzaei, sur demande raisonnable.

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Ce travail a été financé par l'Université des sciences médicales de Shiraz (subvention n° 20388).

Département de nanotechnologie médicale, École des sciences et technologies médicales avancées, Université des sciences médicales de Shiraz, Shiraz, Iran

Raziye Yaseri, Milad Fadaie & Esmaeil Mirzaei

Centre de recherche en nanomédecine et nanobiologie, Université des sciences médicales de Shiraz, Shiraz, Iran

Esmaeil Mirzaei

Département de génie tissulaire, École des technologies avancées en médecine, Université des sciences médicales de Hamadan, Hamadan, Iran

Hadi Samadien

Centre de recherche en biotechnologie, Université des sciences médicales de Shiraz, Shiraz, Iran

Alireza Ebrahimezhad

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RY a fait toutes les expériences, a préparé les résultats et a écrit le manuscrit. MF a contribué à faire quelques expériences, a préparé et analysé les résultats et a contribué à la rédaction du manuscrit. Le Dr EM possède l'idée principale du travail, a conçu l'étude et a révisé le manuscrit. Le Dr A. E a analysé les résultats et révisé les données. Le Dr H. S a contribué à la rédaction du manuscrit et à l'analyse des données. Tous les auteurs ont examiné le manuscrit.

Correspondance à Esmaeil Mirzaei ou Alireza Ebrahiminezhad.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Réimpressions et autorisations

Yaseri, R., Fadaie, M., Mirzaei, E. et al. Modification de surface de nanofibres de polycaprolactone par hydrolyse et aminolyse : une étude comparative sur les caractéristiques structurelles, les propriétés mécaniques et les performances cellulaires. Sci Rep 13, 9434 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-36563-w

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Reçu : 12 février 2023

Accepté : 06 juin 2023

Publié: 09 juin 2023

DOI : https://doi.org/10.1038/s41598-023-36563-w

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